Doel van de veterinaire informatie bij een LCI-richtlijn is om de GGD (Gemeentelijke gezondheidsdienst)-professional te voorzien van context die relevant kan zijn voor bestrijding van de infectieziekte bij de mens. Dit kan bijvoorbeeld bijdragen aan bronopsporing en begrip van de epidemiologie. Voor meer informatie zie Ontwikkeling LCI-richtlijnen.

Achtergronden

Dierlijke reservoirs

Francisella tularensis (F.t.) subspecies komen wijdverbreid voor in de natuur en zijn aangetoond in veel verschillende gewervelde en ongewervelde organismen. Naast zoogdieren (waaronder ook zeezoogdieren) is F.t. beschreven in vogels, vissen, reptielen, rivierkreeften, insecten (muggen, dazen), teken en vrij levende amoeben (Anda 2001, Hestvik 2019, Hestvik 2015, Hopla 1974, Hubálek 1997, Inouye 2024, Keim 2007, Martín 2007, Rouse 2025).

Op basis van klinische en epidemiologische data is in Europa onderscheid gemaakt tussen een ‘terrestrische’ en een ‘aquatische’ levenscyclus van F.t. holarctica (Hestvik 2015, Maurin 2016). Meer recent is gebleken dat het onderscheid in de twee cycli niet zo absoluut is: het voorkomen van de ene cyclus sluit de andere niet uit. Een voorbeeld is de opkomende rol van teken in Zweden (Spörndly-Nees 2025).

De ‘terrestrische cyclus’ komt in de meeste Europese landen voor, waaronder Oostenrijk, Frankrijk, Duitsland, Spanje, Hongarije, Zwitserland, Slowakije en Tsjechië (Mínguez-González 2021). In deze cyclus vormen hazen en op het land levende knaagdieren en teken de belangrijkste bronnen voor humane infecties (Hušková 2023). In centraal Europa wijzen hoge besmettingsniveaus van Dermacentor reticulatus (de vlekkenteek) erop dat deze teek een belangrijke vector van F.t. holarctica vormt, en verantwoordelijk is voor het onderhouden van de transmissiecyclus tussen verschillende kleine en middelgrote zoogdieren (Keim 2007). D. reticulatus voedt zich overigens zelden op mensen.

De ‘aquatische cyclus’ is beschreven in o.a. Bulgarije, Iran, Kosovo, Turkije, Zweden en Finland (Eliasson 2002, Esmaeili 2024). De belangrijkste bronnen van humane infecties zijn hier muggenbeten of oppervlaktewater en waterputten die met uitwerpselen of geïnfecteerde kadavers verontreinigd zijn. Deze kadavers zijn vaak van in of bij het water levende knaagdieren, zoals woelmuizen (Microtus ssp) en woelratten (Arvicola amphibius). Deze bronnen kunnen leiden tot soms grote uitbraken in mensen (Abdellahoum 2020, Keim 2007, Maurin 2016, Reintjes 2002). Ook onopgemerkte sterfte van geïnfecteerde dieren kan leiden tot besmetting van oppervlaktewater, modder en grond en zorgen voor besmetting van andere gastheren (Foley 2010). F.t. holarctica is mogelijk ook aanwezig in aquatische protozoën in oppervlaktewater (Hennebique 2019, Keim 2007).

F.t. kan lang endemisch in gebieden aanwezig zijn zonder tot ziekte bij mens of dier te leiden, omdat de bacterie in de omgeving (buiten een gastheer) kan persisteren (Sjöstedt 2007).

Epidemiologie

Voorkomen in de wereld bij dieren

Infecties met F.t. komen in dieren vooral voor op het noordelijk halfrond, niet alleen in Europa, Noord-Amerika, Rusland en Azië, maar ook bijvoorbeeld in Noord-Afrika en Iran (Ammam 2022, Maurin 2024, Nelson 2024, Sholeh 2024). Verder zijn er meldingen van voorkomen in Australië (Eden 2017, Jackson 2012)

Voorkomen in Nederland bij dieren

Tussen 2011 en 2015 werd tularemie-surveillance bij hazen (Lepus europaeus) geïntensiveerd, waarbij jagers dood aangetroffen hazen voor onderzoek naar het Dutch Wildlife Health Centre (DWHC) konden insturen en deze routinematig op tularemie werden getest bij Wageningen Bioveterinary Research (WBVR). In 2013 werd voor het eerst tularemie vastgesteld bij een zieke haas in Nederland, in Limburg (Rijks 2013). Daarna werd in verschillende gebieden verspreid over Nederland tularemie geïdentificeerd bij meerdere individuele hazen door de jaren heen (zie onderstaande figuur). In het voorjaar van 2015 werd tularemie vastgesteld in een cluster gestorven hazen in de buurt van het Friese dorp Akkrum (Janse 2017). In 2020 werd tularemie voor het eerst vastgesteld bij een bever (Castor fiber) en in 2023 bij een rode eekhoorn (Sciurus vulgaris) (zie onderstaande figuur). Ook is tularemie vastgesteld bij witneusmeerkatten in een opvang in Flevoland in 2015 (RIVM 2016). In Nederland waren hazen de bevestigde of waarschijnlijke bron van 8/26 humane gevallen in de periode 2011-2021 en een muizenbeet in 1/26 gevallen (Rijks 2022). De overige 17 humane gevallen zijn waarschijnlijk besmet als gevolg van een insectenbeet, tekenbeet, contact met besmet water of inhalatie van aerosolen van besmette vegetatie (Rijks 2022).

Figuur. Kaart van de in wilde zoogdieren vastgestelde gevallen van tularemie in de periode 2013-2025 in Nederland. 

Incubatieperiode bij dieren

Bij dieren meestal 1-10 dagen, afhankelijk van diersoort, pathogeen, dosis en route (Merck 2025, WOAH 2018).

Ziekteverschijnselen bij dieren 

Net als voor mensen is voor dieren F.t. tularensis meer pathogeen dan F.t. holarctica.

De klinische verschijnselen verschillen per diersoort en zijn vaak atypisch (Maurin 2016). Bij veel diersoorten is er koorts, apathie en depressie (Mörner2001). In minder acute gevallen kunnen er gezwollen lymfeknopen, zweren en abcessen (vooral aan kop, hals en de voorhand) worden waargenomen (Mörner 2001, Nikpour 2024, Nordstoga 2014). Aanvullende aspecifieke symptomen kunnen soms worden gezien, zoals gebrek aan eetlust, braken en een afwijkende gang en gedrag (Nordstoga 2014, Rijks 2013, Koene 2019).

Knaagdieren en lagomorfen (hazen en konijnen) worden beschouwd als de meest gevoelige diersoorten. Bij deze soorten wordt de terminale fase gekenmerkt door lethargie en traagheid, en het verloop kan acuut zijn (Decors 2011, Feldman 2003, Maurin 2016). De ziekteverschijnselen  bij hazen in Nederland zijn een wiegende gang, omvallen, plotseling verstijven en dan weer weghuppelen, excessief graven, niet willen bewegen, geen angst tonen en makkelijk te vangen zijn (Rijks 2013, Koene 2019).

Klinische infecties zijn beschreven bij  katten, met name in de Verenigde Staten van Amerika, maar ook in Europa (Buettcher 2024, KuKanich 2025). In Amerikaanse literatuur wordt niet altijd onderscheid gemaakt tussen subspecies tularensis en holarctica, waardoor het lastig kan zijn om de risico’s te vertalen naar de situatie in Europa. Aangenomen wordt dat het risico voor deze dieren in Europa beperkt is. Het ziektebeloop kan uiteenlopen van asymptomatische infecties, milde ziekte met lymfadenopathie tot een ernstig ziektebeeld, al dan niet met orale ulcera, met overlijden (Feldman 2003, Nikpour 2024, Pennisi 2013, Spagnoli 2011). In Nederland is geen casuïstiek bij katten bekend.

Honden hebben meestal geen tot milde ziekteverschijnselen en kunnen spontaan na een paar dagen genezen (al dan niet na behandeling met antibiotica) (Feldman 2003, Nordstoga 2014). Symptomen bij besmette honden die met F.t. holartica besmette lagomorfen of knaagdieren hadden gedood of gegeten in Noorwegen bestonden uit lethargie, gebrek aan eetlust, koorts, (regionale) lymphadenopathie, en soms braken (Nordstoga 2014). In Nederland is een casus van twee patiënten beschreven waarbij ook de hond lichte ziekteverschijnselen vertoonde, nadat deze in contact was gekomen met de besmette haas (van de Wetering 2015). In routinematig serologisch onderzoek bij honden door WBVR (Wageningen Bioveterinary research (voorheen Centraal veterinair instituut CVI)) worden regelmatig lage niveaus van antistoffen aangetoond.

Ook bij landbouwhuisdieren is incidenteel melding gemaakt van tularemie, maar het is onduidelijk of deze dieren besmet kunnen raken met het Europese subsp. F.t. holarctica. Schapen zijn waarschijnlijk het meest gevoelig en het ziektebeeld kan lijken op caseous lymphadenitis, ook bekend als pseudotuberculose of bultenziekte. Runderen worden als ongevoelig beschouwd voor tularemie. Er zijn geen aanwijzingen dat tularemie in Europa voorkomt bij paarden of varkens, al komt het wel voor in wilde zwijnen (Moinet 2016).

Transmissie bij dieren

Besmettingsweg bij dieren

Wilde dieren kunnen waarschijnlijk op verschillende manieren besmet raken: via direct contact met een besmet dier, via beten van teken of insecten zoals steekvliegen, via inhalatie van stof of aerosolen, of drinken van besmet water (bijvoorbeeld water besmet door karkassen) of door het eten van geïnfecteerde karkassen (Hestvik 2019, Maurin 2024). Bij jachthonden ligt het meest voor de hand dat de besmetting tijdens het apporteren van geschoten wild wordt opgelopen.

Besmettelijke periode bij dieren

De duur van de besmettelijke periode is sterk afhankelijk van de diersoort. Gevoelige dieren, zoals knaagdieren en lagomorfen, sterven meestal binnen enkele dagen (Maurin, 2016),  maar hun karkassen kunnen nog geruime tijd infectieus blijven, mede afhankelijk van de omgeving (water of land) en de condities (temperatuur, luchtvochtigheid) (Maurin 2024, Golovliov 2021). 

Diagnostiek 

In Nederland vindt het overgrote deel van de diagnostiek plaats bij dode dieren middels pathologisch onderzoek (Koene 2019). In verband met het risico op besmettingen van laboratoriumpersoneel is het belangrijk vermoeden van tularemie te noemen bij indienen van dieren voor diagnostiek. Hazen zijn verdacht voor tularemie als bij sectie o.a. lever-, milt- en/of longontsteking met necrose en bloedingen worden gezien (Koene 2019). Bacteriën kunnen microscopisch zichtbaar zijn. Chronische vormen zijn in Nederland nog relatief zeldzaam maar komen af en toe voor, zoals bij de eerste bever, die abcessen had en bindweefselvorming. Als de histologie van ingebrachte dode dieren er aanleiding toe geeft, wordt hierbij ook microbiologische diagnostiek ingezet (PCR).

Bij gehouden levende dieren kan eventueel microbiologische diagnostiek plaatsvinden van abcessen of vergrote lymfknopen (Johnson 2022).

De mogelijkheden voor diagnostiek bij dieren zijn vergelijkbaar met die bij de mens. Detectie van de verwekker kan plaatsvinden via PCR of kweek op weefselmateriaal of wondvocht. Deze diagnostiek wordt bij Wageningen Bioveterinary Research (WBVR, veterinair nationaal referentielaboratorium voor tularemie) onder Biosafety level (BSL)-3 omstandigheden uitgevoerd. Dit heeft te maken met het risico op besmettingen voor laboratoriumpersoneel, zie ook de WHO (World Health Organization) Guidelines on Tularaemia). Bij pathologisch onderzoek van de dieren bij DWHC worden uit voorzorg, rekening houdende met een hoge besmettingskans op tularemie bij dode hazen, handelingen uitgevoerd in een flowkast of met ademmasker met hepafilter-afzuiging. Bij vermoeden op basis van histologie voor tularemie wordt contact met de NVWA opgenomen, die kan beslissen monsters in te sturen voor tularemie-onderzoek bij WBVR. Bij vermoeden van een bacteriële infectie zonder specifieke aanwijzing voor tularemie, wordt materiaal voor bacteriologisch onderzoek gestuurd naar het Veterinair Microbiologisch Diagnostisch Centrum (VMDC) van Universiteit Utrecht. Daarbij wordt voor de zekerheid bij hazen tularemie eerst uitgesloten.  Bij verdenking op tularemie kan ook bij (huis)dieren serologie worden uitgevoerd. Omdat serologische kruisreacties tegen andere bacteriën vaak voorkomen, is interpretatie van lage titers lastig. Daarom wordt aanbevolen om gepaarde sera te laten onderzoeken.

Preventie

Immunisatie bij dieren

Er zijn geen geregistreerde vaccins beschikbaar. Informatie over vaccinatie bij dieren beperkt zich tot proefdieronderzoek voor de ontwikkeling van een vaccin voor mensen (Alotaibi 2025, Harrell 2024, Mlynek 2025).

Preventieve maatregelen bij dieren

Om het risico op ziekteoverdracht te verkleinen is preventie van insecten- en tekenbeten belangrijk, net als het regelmatig controleren van dieren op teken. Daarnaast is het belangrijk om honden niet te laten eten van dood gevonden hazen of andere dieren. Bij gehouden wilde dieren is het voorkomen van plaagdieroverlast van belang.

Reinigen en desinfecteren van dierverblijven

Dierenverblijven kunnen besmet worden door water uit de omgeving.. Ook het voorkomen van knaagdieroverlast en het schoonhouden van dierverblijven zijn van belang (verwijderen van knaagdierkarkassen en uitwerpselen).

Maatregelen

Meldingsplicht en maatregelen bij dieren

Voor zoogdieren, met uitzondering van herkauwers, paarden en varkens, geldt een meldingsplicht voor dierenartsen en laboratoria. Melden kan via de website van de NVWA.

Bij de vondst van een (dode) haas verdacht van tularemie kan voor pathologisch onderzoek contact opgenomen worden met het Dutch Wildlife Health Centre. Zie ook het Vademecum Zoönosen.

Bronopsporing bij dieren

Bronopsporing wordt door de NVWA uitgevoerd, indien dit relevant is. 

Behandeling bij dieren

Over het algemeen is behandeling bij dieren niet geïndiceerd. Bij huisdieren met klinische verschijnselen kan een behandeling met doxycycline overwogen worden (Caspar 2017, Johnson 2022).

Literatuur

• Abdellahoum Z, Maurin M, Bitam I. Tularemia as a Mosquito-Borne Disease. Microorganisms. 2020;9(1). https://doi.org/10.3390/microorganisms9010026 
• Alotaibi BS, Khan F, Rehmani MBI, Arshad F, Khan MU, Nishan U, et al. In-silico core proteome analysis for chimeric vaccine development against tick-borne tularemia. PLoS One. 2025;20(12):e0337692. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0337692 
• Ammam I, Brunet CD, Boukenaoui-Ferrouk N, Peyroux J, Berthier S, Boutonnat J, et al. Francisella tularensis PCR detection in Cape hares (Lepus capensis) and wild rabbits (Oryctolagus cuniculus) in Algeria. Sci Rep. 2022;12(1):21451. https://doi.org/10.1038/s41598-022-25188-0 
• Anda P, Segura del Pozo J, Díaz García JM, Escudero R, García Peña FJ, López Velasco MC (Medisch Centrum), et al. Waterborne outbreak of tularemia associated with crayfish fishing. Emerg Infect Dis. 2001;7(3 Suppl):575–82. https://doi.org/10.3201/eid0707.010740 
• Buettcher M, Egli A, Albini S, Altpeter E, Labutin A, Guidi V, et al. Tularemia on the rise in Switzerland? A one health approach is needed! Infection. 2024;52(3):1165–9. https://doi.org/10.1007/s15010-024-02218-9 
• Caspar Y, Maurin M. Francisella tularensis Susceptibility to Antibiotics: A Comprehensive Review of the Data Obtained In vitro and in Animal Models. Front Cell Infect Microbiol. 2017;7:122. https://doi.org/10.3389/fcimb.2017.00122 
• Decors A, Lesage C, Jourdain E, Giraud P, Houbron P, Vanhem P, et al. Outbreak of tularaemia in brown hares (Lepus europaeus) in France, January to March 2011. Euro Surveill. 2011;16(28). 
• Eden JS, Rose K, Ng J, Shi M, Wang Q, Sintchenko V, et al. Francisella tularensis ssp. holarctica in Ringtail Possums, Australia. Emerg Infect Dis. 2017;23(7):1198–201. https://doi.org/10.3201/eid2307.161863 
• Eliasson H, Lindbäck J, Nuorti JP, Arneborn M, Giesecke J, Tegnell A. The 2000 tularemia outbreak: a case-control study of risk factors in disease-endemic and emergent areas, Sweden. Emerg Infect Dis. 2002;8(9):956–60. https://doi.org/10.3201/eid0809.020051 
• Esmaeili P, Khayatzadeh S, Maurin M, Gouya MM, Esmaeili S, Mostafavi E. Oropharyngeal tularemia outbreak linked to drinking contaminated tap water in North-Western Iran. Diagn Microbiol Infect Dis. 2024;110(3):116478. https://doi.org/10.1016/j.diagmicrobio.2024.116478 
• Feldman KA. Tularemia. J Am Vet Med Assoc. 2003;222(6):725–30. https://doi.org/10.2460/javma.2003.222.725 
• Feldman KA, Stiles-Enos D, Julian K, Matyas BT, Telford SR, 3rd, Chu MC, et al. Tularemia on Martha's Vineyard: seroprevalence and occupational risk. Emerg Infect Dis. 2003;9(3):350–4. https://doi.org/10.3201/eid0903.020462 
• Foley JE, Nieto NC. Tularemia. Vet Microbiol. 2010;140(3-4):332–8. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2009.07.017 
• Golovliov I, Bäckman S, Granberg M, Salomonsson E, Lundmark E, Näslund J, et al. Long-Term Survival of Virulent Tularemia Pathogens outside a Host in Conditions That Mimic Natural Aquatic Environments. Appl Environ Microbiol. 2021;87(6):e02713-20. https://doi: 10.1128/AEM.02713-20.
• Harrell JE, Roy CJ, Gunn JS, McLachlan JB. Current vaccine strategies and novel approaches to combatting Francisella infection. Vaccine. 2024;42(9):2171–80. https://doi.org/10.1016/j.vaccine.2024.02.086 
• Hennebique A, Boisset S, Maurin M. Tularemia as a waterborne disease: a review. Emerg Microbes Infect. 2019;8(1):1027–42. https://doi.org/10.1080/22221751.2019.1638734 
• Hestvik G, Uhlhorn H, Koene M, Åkerström S, Malmsten A, Dahl F, et al. Francisella tularensis in Swedish predators and scavengers. Epidemiol Infect. 2019;147:e293. https://doi.org/10.1017/s0950268819001808 
• Hestvik G, Warns-Petit E, Smith LA, Fox NJ, Uhlhorn H, Artois M, et al. The status of tularemia in Europe in a one-health context: a review. Epidemiol Infect. 2015;143(10):2137–60. https://doi.org/10.1017/s0950268814002398 
• Hopla CE. The ecology of tularemia. Adv Vet Sci Comp Med. 1974;18(0):25–53. 
• Hubálek Z, Halouzka J. Mosquitoes (Diptera: Culicidae), in contrast to ticks (Acari: Ixodidae), do not carry Francisella tularensis in a natural focus of tularemia in the Czech Republic. J Med Entomol. 1997;34(6):660–3. https://doi.org/10.1093/jmedent/34.6.660 
• Hušková J, Hušek J. Population Density of European Hare Predicts Risk of Tularemia Infection, Czech Republic, 2006-2022. Vector Borne Zoonotic Dis. 2023;23(12):615–8. https://doi.org/10.1089/vbz.2023.0027 
• Inouye W, Oltean HN, McMillan M, Schnitzler H, Lipton B, Peterson JM, et al. Notes from the Field: Tularemia Associated with Harbor Seal Necropsy - Kitsap County, Washington, October 2023. MMWR (Morbidity and Mortality Weekly Report) Morb Mortal Wkly Rep. 2024;73(33):731–2. https://doi.org/10.15585/mmwr.mm73333a3 
• Jackson J, McGregor A, Cooley L, Ng J, Brown M, Ong CW, et al. Francisella tularensis subspecies holarctica, Tasmania, Australia, 2011. Emerg Infect Dis. 2012;18(9):1484–6. https://doi.org/10.3201/eid1809.111856 
• Janse I, Maas M, Rijks JM, Koene M, van der Plaats RQ, Engelsma M, et al. Environmental surveillance during an outbreak of tularaemia in hares, the Netherlands, 2015. Euro Surveill. 2017;22(35). https://doi.org/10.2807/1560-7917.Es.2017.22.35.30607 
• Johnson LR, Epstein SE, Dear JD, Byrne BA. Assessment of Zoonotic Risk following Diagnosis of Canine Tularemia in a Veterinary Medical Teaching Hospital. Int J Environ Res Public Health. 2022;19(4). https://doi.org/10.3390/ijerph19042011 
• Keim P, Johansson A, Wagner DM. Molecular epidemiology, evolution, and ecology of Francisella. Ann N Y Acad Sci. 2007;1105:30–66. https://doi.org/10.1196/annals.1409.011 
• Koene M, Rijks J, Maas M, Ruuls R, Engelsma M, van Tulden P, et al. Phylogeographic Distribution of Human and Hare Francisella Tularensis Subsp. Holarctica Strains in the Netherlands and Its Pathology in European Brown Hares (Lepus Europaeus). Front Cell Infect Microbiol. 2019;9:11. https://doi.org/10.3389/fcimb.2019.00011 
• KuKanich KS, Mulcahy ER, Petro EM. Companion animal veterinary personnel have occupational risk for tularemia and One Health role for tularemia prevention in Kansas. J Am Vet Med Assoc. 2025;263(5):619–27. https://doi.org/10.2460/javma.24.11.0725 
• Martín C, Gallardo MT, Mateos L, Vián E, García MJ, Ramos J, et al. Outbreak of tularaemia in Castilla y León, Spain. Euro Surveill. 2007;12(11):E071108.1. https://doi.org/10.2807/esw.12.45.03302-en 
• Maurin M, Gyuranecz M. Tularaemia: clinical aspects in Europe. Lancet Infect Dis. 2016;16(1):113–24. https://doi.org/10.1016/s1473-3099(15)00355-2 
• Maurin M, Hennebique A, Brunet C, Pondérand L, Pelloux I, Boisset S, et al. Non-vaccinal prophylaxis of tularemia. Front Microbiol. 2024;15:1507469. https://doi.org/10.3389/fmicb.2024.1507469 
• Merck&Co. Merck Veterinary Manual 2025. Beschikbaar via: http://www.merckvetmanual.com. Geraadpleegd op 15-01-2026.
• Mínguez-González O, Gutiérrez-Martín CB, Martínez-Nistal MDC, Esquivel-García MDR, Gómez-Campillo JI, Collazos-Martínez J, et al. Tularemia Outbreaks in Spain from 2007 to 2020 in Humans and Domestic and Wild Animals. Pathogens. 2021;10(7). https://doi.org/10.3390/pathogens10070892 
• Mlynek KD, Ruiz SI, Cline CR, Jay AN, Qiu J, Toothman RG, et al. Animal modelling with the Francisella tularensis subspecies holarctica strain OR96-0246. Microbiology (Reading). 2025;171(12). https://doi.org/10.1099/mic.0.001637 
• Moinet M, Decors A, Mendy C, Faure E, Durand B, Madani N. Spatio-temporal dynamics of tularemia in French wildlife: 2002-2013. Prev Vet Med. 2016;130:33–40. https://doi.org/10.1016/j.prevetmed.2016.05.015 
• Mörner, T. and Addison, E. (2001). Tularemia. In Infectious Diseases of Wild Mammals (eds E.S. Williams and I.K. Barker). https://doi.org/10.1002/9780470344880.ch18
• Nelson CA, Sjöstedt A. Tularemia: A Storied History, An Ongoing Threat. Clin Infect Dis. 2024;78(Suppl 1):S1–s3. https://doi.org/10.1093/cid/ciad681 
• Nikpour H, Hung CC, Lanka S, Barger AM, Reinhart JM. Clinical features of tularemia in cats: a retrospective study from 2000 to 2021. J Feline Med Surg. 2024;26(10):1098612x241275295. https://doi.org/10.1177/1098612x241275295 
• Nordstoga A, Handeland K, Johansen TB, Iversen L, Gavier-Widén D, Mattsson R, et al. Tularaemia in Norwegian dogs. Vet Microbiol. 2014;173(3-4):318–22. https://doi.org/10.1016/j.vetmic.2014.06.031 
• Nothdurfter S, Linde J, Sting R, Tomaso H, Heuner K, Meincke M, et al. Epidemiology of Tularemia among Humans and Animals, Baden-Wuerttemberg, Germany, 2012-2022. Emerg Infect Dis. 2025;31(4):678–88. https://doi.org/10.3201/eid3104.240414 
• Pennisi MG, Egberink H, Hartmann K, Lloret A, Addie D, Belák S, et al. Francisella tularensis infection in cats: ABCD guidelines on prevention and management. J Feline Med Surg. 2013;15(7):585–7. https://doi.org/10.1177/1098612x13489219 
• Reintjes R, Dedushaj I, Gjini A, Jorgensen TR, Cotter B, Lieftucht A, D'Ancona F, Dennis DT, Kosoy MA, Mulliqi-Osmani G, Grunow R, Kalaveshi A, Gashi L, Humolli I. Tularemia outbreak investigation in Kosovo: case control and environmental studies. Emerg Infect Dis. 2002 Jan;8(1):69-73. https://doi.org/10.3201/eid0801.010131 PMID: 11749751; PMCID: PMC2730257.  
• Rijks JM, Kik M, Koene MG, Engelsma MY, van Tulden P, Montizaan MG, Oomen T, Spierenburg MA, IJzer J, van der Giessen JW, Gröne A, Roest HJ. Tularaemia in a brown hare (Lepus europaeus) in 2013: first case in the Netherlands in 60 years. Euro Surveill. 2013;18(49):pii=20655. Available online: http://www.eurosurveillance.org/ViewArticle.aspx?ArticleId=20655
• Rijks JM, Tulen AD, Notermans DW, Reubsaet FAG, de Vries MC, Koene MGJ, et al. Tularemia Transmission to Humans, the Netherlands, 2011-2021. Emerg Infect Dis. 2022;28(4):883–5. https://doi.org/10.3201/eid2804.211913 
• RIVM (Rijksinstituut voor Volksgezondheid en Milieu). Staat van Zoönosen 2015. Bilthoven; 2016. Beschikbaar via: https://www.rivm.nl/bibliotheek/rapporten/2016-0139.pdf.
• Rouse N, Buttler J, Pabilonia K, Weller C, Respicio-Kingry L, Dietrich E, et al. Francisella tularensis Subspecies holarctica in Stranded Beluga Whales, Cook Inlet, Alaska, USA. Emerg Infect Dis. 2025;31(6):1247–50. https://doi.org/10.3201/eid3106.250033 
• Sholeh M, Moradkasani S, Esmaeili S. Epidemiology of tularemia in the countries of the WHO Eastern Mediterranean Region (EMRO): A systematic review and meta-analysis. PLoS Negl Trop Dis. 2024;18(5):e0012141. https://doi.org/10.1371/journal.pntd.0012141 
• Sjöstedt A. Tularemia: history, epidemiology, pathogen physiology, and clinical manifestations. Ann N Y Acad Sci. 2007;1105:1–29. https://doi.org/10.1196/annals.1409.009 
• Spagnoli ST, Kuroki K, Schommer SK, Reilly TJ, Fales WH. Pathology in practice. Francisella tularensis. J Am Vet Med Assoc. 2011;238(10):1271–3. https://doi.org/10.2460/javma.238.10.1271 
• Spörndly-Nees E, Grandi G, Thorsson E, Gustafsson TN, Omazic A. An Emerging Role for Ticks as Vectors of Tularaemia in Sweden. Vet Med Sci. 2025;11(1):e70094. https://doi.org/10.1002/vms3.70094 
• van de Wetering D, Oliveira dos Santos C, Wagelaar M, de Kleuver M, Koene MG, Roest HI, et al. A cluster of tularaemia after contact with a dead hare in the Netherlands. Neth J Med. 2015;73(10):481–2. 
• WHO Guidelines on Tularaemia. 2007. Bereikbaar via:  https://iris.who.int/server/api/core/bitstreams/4e893be7-698a-44e4-a6c4-e62175e4307b/content
• WOAH 2018. https://www.woah.org/fileadmin/Home/fr/Health_standards/tahm/3.01.22_TULAREMIA.pdf