Aanvullende informatie diagnostiek COVID-19

Bijlage bij de LCI-richtlijn COVID-19 | Versie 17 juli 2020 (versiebeheer zie onderaan deze pagina)

Inhoud

  1. Praktische zaken diagnostiek aanvragen
    1.1
     Terugkoppeling diagnostiekresultaten vanuit Erasmus MC en RIVM-IDS
    1.2 Transport
  2. Afnamemateriaal en klinische gevoeligheid
    2.1 Combineren van respiratoire watten
    2.2 Gebruik van Eswab
    2.3 Klinische gevoeligheid testen op respiratoir materiaal
    2.4 Testen van feces voor SARS-CoV-2-diagnostiek
  3. Mogelijkheid om over te gaan naar één PCR target
  4. Taskforce diagnostiek en landelijke coordinatiestructuur testcapaciteit           
  5. Laboratoriumveiligheid
  6. Laboratoria
    6.1 Opschalingssystematiek
    6.2 Testlaboratoria voor moleculaire SARS-CoV-2-diagnostiek
  7. Literatuur

    1. Praktische zaken diagnostiek aanvragen

    1.1 Terugkoppeling diagnostiekresultaten vanuit Erasmus MC en RIVM-IDS

    Voor aanvragen van ziekenhuizen e.a.

    Terugkoppeling van de uitslagen door Erasmus MC en RIVM-IDS aan ziekenhuizen vindt zo spoedig mogelijk telefonisch plaats en via beveiligde mail (zorgmail) indien beschikbaar. Hiervoor is het van belang om op het aanvraagformulier altijd een rechtstreeks, 24/7 bereikbaar telefoonnummer te vermelden van de arts-microbioloog, die de uitslag moet ontvangen.

    Voor aanvragen van de GGD

    Het RIVM-IDS en Erasmus MC zullen alle uitslagen voor de GGD via beveiligde mail (zorgmail) terugkoppelen. Dit betreft zowel positieve als negatieve uitslagen. Uitslagen per mail van het Erasmus MC en RIVM-IDS zijn te verwachten tot middernacht. Later zal een definitieve uitslag op de gangbare wijze (beveiligde mail of per post) worden verstuurd. Er zal geen telefonisch contact met de GGD worden opgenomen voor het doorgeven van uitslagen. Voor vragen m.b.t. uitslagen kunt u telefonisch contact opnemen met de dienstdoende viroloog van RIVM-IDS: 030-2748558 of de dienstdoende viroloog van het Erasmus MC; in de dienst (na 17.00 uur en in het weekend) via telefoniste: 010-7040704.

    1.2 Transport

    Transport van klinisch materiaal van een COVID-19-verdachte of -bevestigde patiënt moet worden behandeld als een ‘category B infectious substance – UN3373’, zoals beschreven in de NVMM praktijkrichtlijn Verzending en vervoer van biologische materialen. Dat wil zeggen dat de afnamebuis met absorptiemateriaal in een blister in een dichtgesealde envelop en vervolgens met het aanvraagformulier in een groene plastic RIVM- of vergelijkbare verzendenvelop wordt verpakt. Voor het vervoer moet een koerier worden ingeschakeld, die duidelijke instructies heeft gekregen over de aflevering (contacttelefoonnummer en persoonlijke overdracht aan een medewerker van het laboratorium).

    2. Afnamemateriaal en klinische gevoeligheid

    GGD’en kunnen afnamematerialen bestellen zoals vermeld in de brief van GGD GHOR Nederland van 2 april.

    2.1 Combineren van respiratoire watten

    Er zijn (dreigende) tekorten aan sommige afnamematerialen en extractie- en PCR-reagentia. Hiervoor wordt gezocht naar oplossingen op diverse fronten. Een aantal mogelijke oplossingen is:

    1. Gepoold testen van oropharynx- en nasopharynxwat voor SARS-CoV-2 om extractie- en PCR-reagentia te besparen. Dit leidt wel tot een (gering) verlies aan gevoeligheid en het is niet langer mogelijk om te onderscheiden welke locatie positief is. Voor de bestrijding is dit op dit moment echter minder relevant. Het blijft belangrijk om zowel een oropharynxwat (keel) als een nasopharynxwat (neus) af te nemen, omdat er patiënten zijn die alleen op één van de twee locaties positief zijn.
       
    2. Bij een tekort aan virustransportmedium (VTM) en meer specifiek UTM van Copan kunnen oropharynx- en nasopharynxwatten samen in een buis met VTM gestopt worden. Wanneer er gepoold afgenomen wordt, betekent dit automatisch dat er nog maar één buis met VTM nodig is met ook tot gevolg besparing op extractie- en PCR-reagentia. Ook kan de ESwab™ gebruikt worden als vervanger (zie ook punt 4).
       
    3. Bij een tekort aan afnamemateriaal kan één stijve wattenstok gebruikt worden, waarbij eerst de oropharynx en daarna de nasopharynx wordt bemonsterd. Ook dan is slechts één buis met VTM nodig met tot gevolg besparing op extractie- en PCR-reagentia.
       
    4. Van een aantal type wattenstokken, vooral die van Copan (los en als ESwab™), dreigt een tekort. Klassieke wattenstokken (los in scheurverpakking of als droge wat in ‘buis’,) zijn er nog wel. Deze moeten na afname afgeknipt worden om in buis met VTM te passen. Oropharynx- en nasopharynxwattenstokken met breekpunt (van Copan), zoals het RIVM nu verstrekt in monsterafnamepakketjes voor GGD’en, zullen vroeger of later niet meer voorradig zijn. Dan kunnen de klassieke wattenstokken met plastic/polyester drager gebruikt worden. Wattenstokken met houten of metalen drager kunnen niet gebruikt worden omdat die remming in de PCR veroorzaken.
       
    5. VTM in de vorm van GLY is in Nederland ruim leverbaar door Mediaproducts BV, Groningen. Om te zorgen dat hier geen tekort ontstaat moeten ze wel ingelicht worden over de noodzaak van een voorraad. Nu produceren ze alleen op bestelling.
       
    6. Het RIVM heeft heel veel verzendenveloppen met afnamemateriaal opgestuurd naar GGD’en, waarvan op dit moment maar een deel retour is gekomen. Er staan er nog zeer veel uit. We verzoeken de laboratoria dringend om lege RIVM-verzendenveloppen (groen) retour te sturen naar het RIVM.

    2.2 Gebruik van ESwab™

    Een aantal laboratoria maakt gebruik van de ESwab™. Hoewel over het algemeen de rapporten van verschillende labs en werkgroepen positief zijn over het gebruik van ESwab™ bij de afname van patiëntmateriaal in plaats van universeel transport medium (UTM) en virus transport medium (VTM), is het Eramus MC hier minder positief over. Hoewel in Erasmus MC de Ct-waarden met ESwab™ hoger waren dan met UTM was het verschil niet afhankelijk van de virusconcentratie in het monster. Enkele monsters met een heel hoge Ct in UTM werden wel gemist in ESwab™-medium. Patiëntmateriaal afgenomen met een ESwab™ kan worden gebruikt voor diagnostische doeleinden, hoewel men bewust moet zijn van de mogelijk lagere sensitiviteit, en dus eerder een negatief resultaat in de RT-PCR bij patiënten met een lage virale load in vergelijking met UTM of VTM. Daarnaast is het ESwab™-medium vanwege een cytotoxisch effect niet geschikt voor viruskweken van materiaal afgenomen met een ESwab™. In tijden van schaarste van UTM of ander VTM kan ESwab™ prima als alternatief gebruikt worden, waarbij bovenstaande in het achterhoofd gehouden moet worden.

    2.3 Klinische gevoeligheid testen op respiratoir materiaal

    De eerste publicaties suggereren een hogere gevoeligheid van een PCR bij ernstiger zieke patiënten, bij dieper respiratoir materiaal zoals sputum of BAL en vroeger in de infectie (0-7 dagen). Daarbij lijkt geen enkel materiaal 100% sensitief (Wang 2020, Yang 2020, Woelfel 2020). Exacte vergelijkbaarheid met de Nederlandse diagnostiek is lastig, o.a. door verschillen met de test die wij hier gebruiken. Bij een eerste analyse van Nederlandse data bij 195 patiënten lijkt bij 4% alleen de keel en bij 7% alleen de neus positief, dus voor optimale diagnostiek is afname van beide locaties nodig (persoonlijke mededeling ETZ, Tilburg met bijdragen van LabMicTA, Hengelo, PAMM, Velthoven en JBZ, Den Bosch).

    2.4 Testen van feces voor SARS-CoV-2-diagnostiek

    Er zijn verschillende observaties van ernstig zieke patiënten opgenomen in ziekenhuis/IC waarbij op klinische en/of beeldvormende gronden een sterk vermoeden van COVID-19 is, maar waarbij moleculaire diagnostiek op respiratoire materialen (bij herhaling) negatief is. Bij sommige van deze patiënten is SARS-CoV-2-diagnostiek in feces ingezet, die in een aantal van deze patiënten daar wel positief bleek. Daarbij zijn er meldingen van ernstig zieke patiënten waarbij een gastro-enteraal beeld op de voorgrond staat.

    Uit eerste onderzoeken lijkt dat fecesmonsters vooral in een later stadium van de infectie nog positief kunnen zijn. In het ETZ (Tilburg) zijn 54 patiënten verdacht voor COVID-19 maar PCR-negatief in de gecombineerde keel-nasopharynx-swab, en die geen sputum kunnen opgeven, een tweede keer getest middels PCR op keel-nasopharynx met daarbij feces. Daarvan waren 37 patiënten keel-nasopharynx- en feces-negatief, 3 keel-nasopharynx- en feces-positief en 14 keel-nasopharynx-negatief en feces-positief. Of de 37 negatieve patiënten geïnfecteerd zijn met SARS-CoV-2 blijft onzeker. De fecesdiagnostiek leverde in dit kleine cohort vaker een positieve diagnose op dan een tweede keel-nasopharynx-swab. Helaas werd onvoldoende sputum ingestuurd om de waarde van sputum versus feces met elkaar te vergelijken. In een selectie van 100 opgenomen COVID-19 patiënten gaven slechts 13 patiënten sputum op.

    Het gebruik van fecesmonsters bij sterke klinische verdenking en een negatieve diagnostiek uit respiratoire materialen kan van toegevoegde waarde zijn voor het verdere beleid.

    3. Mogelijkheid om over te gaan naar één PCR-target 

    (Achtergronddocumenten: WHO 2020, ECDC 2020.)

    E-gen zwak positieven en RdRp negatieven

    E-gen+/ RdRP -: Uit de confirmaties die tot nu toe gedaan zijn blijkt dat in 1-5% van tests een herhaalbaar E-gen positief signaal met betrouwbare S-curve niet bevestigd kan worden met een RdRP-gen positief signaal.

    E-gen+/ RdRP+: Bij een ander (confirmatie)lab kan het zijn dat zo’n E-gen-alleen positief resultaat wel bevestigd kan worden met een RdRP-gen positief resultaat. Bij het RIVM op basis van ingestuurde confirmaties in circa 70% van de gevallen.

    Soms gebeurt het dat het E-gen positieve resultaat niet te herhalen is; in minder dan 1% van de gevallen bij RIVM op basis van ingestuurde gevallen en eigen diagnostiek.

    In het begin toen diagnostiek nog op separate orofarynx en nasofarynx monsters uitgevoerd werd, gebeurde het soms dat één van de twee afnamelocaties positief was; wisselend of alleen orofarynx of alleen nasofarynx. Ook gebeurde het dat één van de locaties positief was voor beide targets en de andere locatie alleen positief in de E-gen PCR; ook hier geen consistent beeld welke locaties vaker positief voor beide targets.

    Subtiele gevoeligheidsverschillen tussen E-gen PCR en RdRP-gen PCR en tussen laboratoria lijken hiervan de oorzaak bij monsters waarin de virale load rond de LOD95 van lokale implementaties van de PCR met Corman primers en probes liggen. Zo’n resultaat kan als volgt geduid worden in een regio waar SARS-CoV-2 circuleert:

    • Monster E-gen alleen positief met mooie S-curve – herhalen en met hetzelfde resultaat SARS-CoV-2 positief beoordelen.
    • Monster E-gen alleen positief maar geen mooie S-curve – herhalen, bij negatief of hetzelfde resultaat met geen mooie S-curve – herhaalmonster aanvragen.
       

    Deze overwegingen wegen mee bij de keuze of overgegaan kan worden naar alleen E-gen PCR bij de diagnostiek.

    RdRP probes

    Bij RIVM krijgen we regelmatig vragen of wij onze implementatie van de Corman PCR-testen aangepast hebben, omdat we in een groot aantal van alleen E-gen PCR-positieven die voor confirmatie worden aangeboden toch een RdRP positief signaal vinden. Onze implementatie is nog steeds zoals we initieel en nog steeds aan de labs verspreiden. Het enige wat we gewijzigd hebben is dat we één van de RdRP-gen probes van een Texas Red label hebben voorzien om onderscheid te kunnen maken tussen Sarbeco probe (P1) en SARS-CoV-2 probe (P2) signaal in één PCR-reactie. Daarom krijgt u van ons bij uitslagen van confirmaties drie uitslagen met Ct-waarden als de uitslag van een target en probe positief is. In tegenstelling tot SARS-CoV-1 (2003) wat vergelijkbare signalen geeft in beide PCR’en, geeft SARS-CoV-2 een later opkomend signaal met lager fluorescentie met de Sarbeco probe (P1) dan met de SARS-CoV-2 specifieke probe. Het kan indien gewenst daarom geen kwaad om de Sarbeco probe (P1) weg te laten uit de RdRP-gen PCR.

    Overgaan naar E-gen PCR alleen

    WHO geeft aan dat in gebieden waar SARS-CoV-2 ‘widespread’ is het gebruik van RT-PCR voor één discriminerende target toereikend is. ECDC voegt daar nog aan toe dat confirmatie met een tweede target of hertesten of opnieuw bemonsteren alleen nodig is als de interpretatie van het eerste resultaat technisch moeilijk is of als de Ct waarde boven 35 is met het eerste target. Een technisch moeilijk resultaat is bijvoorbeeld als de amplificatiecurve bij hoge Ct in een rechte lijn schuin omhoog los komt van de duidelijk negatieve monsters, wat vaker gebeurd bij de E-gen PCR dan bij de RdRP gen PCR. Maar, uit persoonlijke communicatie blijkt dat het ene lab daar nooit last van heeft en het andere lab af en toe.

    In Nederland, op basis van confirmaties, eigen diagnostiek bij RIVM en Erasmus MC en persoonlijke communicatie met laboratoria in het veld, blijkt dat het uiterst zeldzaam voorkomt dat RdRP-gen positief is en E-gen negatief. Een enkele keer waarbij sequentiële monsters van een patiënt zijn geanalyseerd wordt bij aflopen van de infectie op het einde soms alleen RdRP-gen positief gevonden.

    Alles afwegende en geplaatst in het kader van tekorten bij moleculaire diagnostiek, lijkt het logisch om bij noodzaak om over te gaan op slechts 1 target de E-gen PCR te kiezen. De E-gen PCR is niet de meest discriminerende test omdat het alle SARS-like betacoronavirussen target. Aan de andere kant, er zijn geen andere SARS-like betacoronavirussen die op dit moment onder mensen circuleren. Beoordeling van de vorm van curves van E-gen PCR positieve monsters met Ct > 30 blijft een aandachtspunt. Is de curve duidelijk S-vormig dan is confirmatie met RdRP PCR niet echt nodig. Is de curve afwijkend, dan is confirmatie nodig. Afhankelijk van de gevoeligheid van de lokale implementatie kan dat met de RdRP PCR, hertesten of opnieuw bemonsteren.

    4. Taskforce diagnostiek en landelijke coördinatiestructuur testcapaciteit

    Er is door het 58e OMT van 6 maart 2020 een taskforce diagnostiek ingesteld. Het OMT heeft de Nederlandse Vereniging voor Medische Microbiologie (NVVM) gevraagd een taskforce in te richten met inhoudelijke experts van de NVVM, het landelijk inkoop-bureau, het RIVM, de Speciaal Gezant van het kabinet, de heer Sijbesma en de branchevereniging van diagnostica (Diagned). Dit multidisciplinaire team wordt geleid door de voorzitter van de NVMM. Dit taskforce kijkt ook naar een juiste verdeelsleutel voor het aantal beschikbare testreagentia over het aantal erkende testlaboratoria in Nederland. Zie hiervoor ook de Kamerbrief COVID-19 van 20 maart 2020 en de NVMM-site (alleen voor NVMM-leden) http://www.nvmm.nl/zorg/covid-19-voor-leden/covid-19-diagnostiek/.

    Eind maart 2020 is een Landelijk Coördinatiestructuur Testcapaciteit (LCT) ingesteld. Hierin werken het ministerie van VWS, RIVM en de Taskforce Diagnostiek samen aan het doel om de testcapaciteit te vergroten. Het gaat daarbij enerzijds om het vaststellen van besmetting (moleculaire testen, via swabs in de neus/keel) en anderzijds voor het vaststellen van immuniteit (serologische testen, via bloed). De opdracht voor de Landelijke Coördinatiestructuur Testcapaciteit (LCT) is om de beschikbare testcapaciteit goed te volgen, de huidige testcapaciteit zo goed mogelijk in te zetten, alternatieve testcapaciteit in te zetten en om vast te stellen aan welke kritische producten tekorten dreigen. De LCT heeft een werkgroep serologie ingesteld voor de coördinatie van het valideren van testen en het centraal verzamelen en delen van validatiegegevens, het opstellen van een document met minimale eisen voor verschillende testen in verschillende context. Zie hiervoor ook de Kamerbrief COVID-19 van 16 april en de NVMM-site (alleen voor NVMM-leden): https://www.nvmm.nl/vereniging/nieuws/sneltesten-en-serologie-covid-19/

    5. Laboratoriumveiligheid

    Mede op basis van het WHO-advies en Amerikaanse (CDC) richtlijnen adviseren wij het volgende over veiligheid bij het verwerken van monstermaterialen, ook voor diagnostiek naar mogelijke andere verwekkers en klinisch-chemische bepalingen:

    • Alle soorten respiratoire materialen en feces dienen als (potentieel) infectieus te worden beschouwd.
    • Bloed en urine wordt niet als infectieus beschouwd en kan door klinisch-chemische en serologische laboratoria op gebruikelijke wijze worden verwerkt.
    • Potentieel aerosolvormende handelingen bij verwerken van patiëntmaterialen die mogelijk infectieus virus bevatten dienen te gebeuren onder BSL-2-condities in een biologisch veiligheidskabinet klasse 2.
       

    Het gaat onder andere om de volgende handelingen:

    • pipetteren van patiëntmaterialen die mogelijk infectieus virus bevatten;
    • beënten van bacteriologische of mycologische voedingsbodems;
    • voorbereiden van microscopiepreparaten tot en met fixatie;
    • voorbereiden van nucleïnezuurextractie tot inactivering d.m.v. extractiebuffer bereikt is.
       

    Werkzaamheden die onder gebruikelijke condities kunnen worden uitgevoerd, betreffen onder andere:

    • verdere verwerking van geëxtraheerde nucleïnezuren;
    • beoordelen van bacteriologische of mycologische kweken;
    • klinisch chemische en serologische bepalingen op bloed;
    • microscopie van gefixeerde preparaten.

    6. Laboratoria

    6.1 Opschalingssystematiek

    In het begin van de pandemie is de diagnostiek in Nederland uitgerold volgens een reeds bestaand netwerk van opschalingslaboratoria (OL; outbreak assistance laboratories). Voor COVID-19 vormen RIVM-IDS samen met het Erasmus MC het centrale expertise centrum (EC). Dit netwerk is in 2009 voor de toenmalige influenzapandemie opgezet en wordt gecoördineerd door RIVM-IDS (van Asten 2009, Koopmans 2011). Het netwerk is opgezet om in respons situaties met een initieel beperkte hoeveelheid kennis en materialen en een afwezig of beperkt aanbod van goed gevalideerde testen, toch een snelle en kwalitatief hoogstaande uitrol van de noodzakelijke diagnostische capaciteit en expertise in Nederland te faciliteren. Hierbij vindt de opschaling (uitrol van diagnostiek) plaats in verschillende fasen, waarbij de mate van opschaling afhankelijk is van de verwachtte beloop van een uitbraak:

    1. Implementatie, validatie diagnostiek bij RIVM-IDS en een tweede centraal expertise centrum. 
    2. Uitrol naar de eerste ring, de zogenaamde opschalingslaboratoria (outbreak assistance labs, n=13 per 1 maart 2020).
    3. Uitrol naar overige medisch microbiologische laboratoria.

    De opschalingslaboratoria die onderdeel zijn van de eerste responsring moeten aan bepaalde vooraf gestelde eisen voldoen en hebben als bijkomende functie om bij te dragen aan de technische ontwikkeling, validatie en evaluatie van nieuw ontwikkelde diagnostische methodieken en de kennis daarover te delen.

    Criteria voor eerste ring respons opschalingslaboratorium:

    • 24 uur, 7 dagen per week beschikbaarheid;
    • minimumcapaciteit van 100 monsters per dag, gedurende 2-3 maanden;
    • de mogelijkheid tot het uitpakken van materialen die mogelijk een BSL-3-organisme bevatten;
    • bezitten routine moleculaire diagnostiek-faciliteit;
    • gebruik van interne controle in routine moleculaire diagnostiek;
    • 8 uur doorlooptijd (24 uur tijdens piek);
    • deelname aan (extra) kwaliteitsrondzendingen en confirmaties door expertisecentra en het delen van validatie en confirmatie resultaten met RIVM;
    • bijdragen aan de opbouw van nieuwe expertise en het delen van deze kennis en expertise met de centrale labs en de opschalingslabs, teneinde de snelle uitrol van voldoende diagnostische capaciteit te ondersteunen.

     

    Volgens bovenstaand stappenplan is het RIVM-IDS samen met Erasmus MC ter voorbereiding van het opduiken van SARS-CoV-2 in Nederland in januari 2020 gestart met de implementatie van moleculaire diagnostiek voor SARS-CoV-2. Met ondersteuning vanuit 13 opschalingslaboratoria is via deze eerste ring (implementatie in februari 2020) de diagnostiek vervolgens geïmplementeerd in een groot aantal laboratoria (maart-juni 2020). De opschalingsstructuur is bedoeld om in uitzonderlijke situaties snel te kunnen reageren bij het opduiken van nieuwe pathogenen die een bedreiging vormen voor de volksgezondheid. Met een escalerend verspreidingspatroon wordt ernaar gestreefd om een efficiëntie implementatie van voldoende en betrouwbare diagnostische capaciteit te faciliteren. Voor het zelfstandig uitvoeren van SARS-CoV-2-diagnostiek wordt voor de eerste ring ondersteunende opschalingslaboratoria als ook voor de andere laboratoria verwacht dat ze voldoen aan een set kwaliteitsvoorwaarden.  

    Het gaat hierbij om het voldoen aan de volgende kwaliteitscriteria:
     

    • proficiency panel verstrekt door centrale labs testen met een goed resultaat (validatie analytische specificiteit en juiste detectie SARS-CoV-2) afronden;
    • runcontrole SARS-CoV-1- en SARS-CoV-2-RNA-verdunningsreeksen met goed resultaat (validatie van analytische specificiteit) afronden;
    • confirmatie van 5 positieve monsters en 10 negatieve monsters bij één van de expertiselaboratoria (RIVM-IDS of Erasmus MC) met goed resultaat (beperkte klinische validatie) afronden.

    6.2 Testlaboratoria voor moleculaire SARS-CoV-2-diagnostiek

     

    Tabel 1. Testlaboratoria voor moleculaire SARS-CoV-2-diagnostiek

     

    Laboratorium naam, locatie

    1.

    ADRZ Admiraal de Ruyterziekenhuis, Goes

    2.

    Atalmedial B.V. – Medisch Diagnostische Centra, AmsterdamS

    3.

    Amsterdam Universitair Medisch Centrum (AMC), AmsterdamOL

    4.

    BVO Eurofins NMDL-LCPL, Rijswijk

    5.

    BVO Jeroen Bosch Ziekenhuis, Den Bosch

    6.

    BVO Radboud UMC, Nijmegen

    7.

    BVO Symbiant, Hoorn

    8.

    BVO UMCG, Groningen

    9.

    Canisius Wilhelmina ziekenhuis, NijmegenS

    10.

    CERTE, GroningenOL

    11.

    Comicro B.V. – Expertcentrum voor Microbiologie, HoornS

    12.

    Deventer Ziekenhuis, Deventer

    13.

    Diagnostiek voor U, Eindhoven

    14.

    Diakonessenhuis Utrecht

    15.

    Elisabeth Tweesteden Ziekenhuis (ETZ), TilburgOL, S

    16.

    Erasmus Medisch Centrum (EMC), RotterdamEC, S

    17.

    Eurofins NMDL-LCPL, Rijswijk

    18.

    Franciscus Gasthuis & Vlietland, Rotterdam

    19.

    Gelre Ziekenhuis, ApeldoornS

    20.

    Groene Hart Ziekenhuis, Gouda

    21.

    Haga Ziekenhuis, Den Haag

    22.

    HMC+ – Haaglanden Medisch Centrum, locatie Westeinde, Den HaagS

    23.

    IJsselland Ziekenhuis, Capelle a/d IJssel

    24.

    Ikazia, Rotterdam

    25.

    InBiome, Amsterdam

    26.

    Isala, ZwolleS

    27.

    Izore – Centrum voor Infectieziekten Friesland, LeeuwardenS

    28.

    Jeroen Bosch Ziekenhuis (JBZ), ’s-HertogenboschOL

    29.

    Laurentius Ziekenhuis, RoermondS

    30.

    Laboratium Microbiologie Twente Achterhoek (LabMicTa), HengeloOL, S

    31.

    Laboratorium voor Pathologie en Medische Microbiologie (PAMM), VeldhovenOL, S

    32.

    Leids Universitair Medisch Centrum (LUMC), LeidenOL

    33.

    Maasstad Ziekenhuis, RotterdamS

    34.

    Maastricht Universitair Medisch Centrum (MUMC), MaastrichtOL, S

    35.

    Meander Medisch Centrum, AmersfoortS

    36.

    Microbe&Lab BV, Amsterdam

    37.

    Microvida, Locatie Bravis, RoosendaalOL, S

    38.

    Noordwest Ziekenhuisgroep, locatie Alkmaar

    39.

    OLVG – Onze Lieve Vrouwe Gasthuis, Amsterdam

    40.

    Pro Health Medical, Nederweert

    41.

    Radboud Universitair Medisch Centrum, NijmegenOL, S

    42.

    Reinier Haga MDC, DelftS

    43.

    Rijksinstituut voor Volksgezondheid en Milieu (RIVM), BilthovenEC

    44.

    Rijnstate, VelpS

    45.

    RLM, Dordrecht/GorinchemS

    46.

    Royal GD – Gezondheidsdienst voor Dieren, Deventer

    47.

    Saltro, Utrecht

    48.

    Sanquin NSS, Amsterdam

    49.

    St. Antonius Ziekenhuis, Nieuwegein

    50.

    Star-SHL Diagnostische Centra, RotterdamS

    51.

    Streeklab GGD Amsterdam

    52.

    Streeklaboratorium voor de Volksgezondheid Kennemerland, HaarlemOL

    53.

    Tergooi Ziekenhuis, HilversumS

    54.

    U-Diagnostics – Labor Dr. Wisplinghoff, Baarn/Keulen

    55.

    Universitair Medisch Centrum Groningen (UMCG), GroningenOL, S

    56.

    Universitair Medisch Centrum Utrecht (UMCU), UtrechtOL, S

    57.

    VieCuri Medisch Centrum, Venlo

    58.

    Wageningen Bioveterinary Research, locatie Lelystad

    59.

    Zuyderland Medisch Centrum, Heerlen/Sittard

     

     

    60.

    Alrijne Zorggroep, locatie Leiden*

    61.

    Catharina Ziekenhuis, Eindhoven*

    62.

    Slingeland Ziekenhuis, Doetinchem*

    63.

    St. Jansdal Ziekenhuis, Harderwijk*

    64. 

    Ziekenhuis Gelderse Vallei, Ede*

     

    De accreditatie van de laboratoria en de scope zijn te vinden op de website van de RvA.
    EC Expertisecentra
    OL Opschalingslaboratoria
    S Deze laboratoria kunnen speeksel verwerken voor SARS-CoV-2-detectie
    * Moleculair Point-Of-Care-Test-laboratoria

    7. Literatuur

    • van Asten L, et al. Strengthening the diagnostic capacity to detect bio safety level 3 organisms in unusual respiratory viral outbreaks. J Clin Virol 2009; 45: 185-90.
    • Corman VM, et al. Detection of 2019 novel coronavirus (2019-nCoV) by real-time RT-PCR. Euro Surveill 2020; 25(3): pii=2000045.
    • ECDC (European Centre for Disease Prevention and Control) 2020. Novel coronavirus disease 2019 (COVID-19) pandemic: increased transmission in the EU/EEA and the UK – sixth update – 12 March 2020. Stockholm: ECDC. www.ecdc.europa.eu/sites/default/files/documents/RRA-sixth-update-Outbreak-of-novel-coronavirus-disease-2019-COVID-19.pdf.
    • Koopmans M, et al. Evaluatie van opschaling van laboratoriumdiagnostiek tijdens de influenzapandemie. Ned Tijdschr Med Microbiol 2011; 19: nr1.
    • Wang W, et al. Detection of SARS-CoV-2 in different types of clinical specimens. JAMA 2020 [Epub ahead of print].
    • WHO (World Health Organization) 2020. Laboratory testing for coronavirus disease 2019 (COVID-19) in suspected human cases: Interim guidance - 2 March 2020. www.who.int/publications-detail/laboratory-testing-for-2019-novel-coronavirus-in-suspected-human-cases-20200117.
    • Woelfel R, et al. Clinical presentation and virological assessment of hospitalized cases of coronavirus disease 2019 in a travel-associated transmission cluster. MedRxiv; not yet peer reviewed. 8 maart 2020. doi: https://doi.org/10.1101/2020.03.05.20030502.
    • Yang Y, et al. Evaluating the accuracy of different respiratory specimens in the laboratory diagnosis and monitoring the viral shedding of 2019-nCoV infections. MedRxiv; not yet peer reviewed. 17 feb 2020. doi: https://doi.org/10.1101/2020.02.11.20021493.

    Versiebeheer

    • 17-07-2020: Aanpassingen aan de uitleg over opschalingslaboratoria en de lijst met labs.
    • 04-06-2020: Zeven laboratoria toegevoegd aan tabel 2.
    • 12-05-2020: de kolommen 'soort laboratorium' (wel/niet MML) zijn verwijderd uit de tabellen.
    • 08-05-2020: Woord 'moleculaire' toegevoegd in titels tabellen 1 en 2. In tabel 2 'BVO Sanquin NSS, Amsterdam' (oorspronkelijk nr 6) weggehaald, omdat dit dezelfde is als Sanquin NSS, Amsterdam (oorspronkelijk nr 35); Hernummerd. 
    • 30-04-2020: Toelichting van de term MML is toegevoegd onder tabellen 1 en 2.
    • 17-04-2020: Diverse wijzigingen en updates, onder meer over klinische gevoeligheid testen op respiratoir materiaal, testen feces, mogelijkheid om over te gaan naar één PCR-target, taskforce diagnostiek en landelijke coordinatiestructuur testcapaciteit.
    • 10-04-2020: '8. Lijst andere laboratoria met SARS-CoV-2-diagnostiek' aangevuld met 10 laboratoria.