Aanvullende informatie diagnostiek COVID-19

Bijlage bij de LCI-richtlijn COVID-19 | Versie 12 november 2020 (versiebeheer zie onderaan deze pagina)

N.B. De situatie kan snel veranderen. Actuele zaken worden door middel van (Lab)Inf@ctberichten gecommuniceerd. Bij discrepanties is het (Lab)Inf@ctbericht leidend.

Inhoud

1. Afnamemateriaal en klinische gevoeligheid
    1.1 Combineren van respiratoire watten
    1.2 Gebruik van ESwab™
    1.3 Klinische gevoeligheid van testen op respiratoir materiaal
    1.4 Testen van feces
    1.5 Testen van speeksel
2. Moleculaire testen en PCR-targets
3. Antigeentesten
4. Serologie
5. Testevaluatie: sensitiviteit, specificiteit, positief- en negatief voorspellende waarde
6. Landelijke coördinatie
7. Laboratoriumveiligheid

    7.1 Transport
8. Laboratoria
    8.1 Opschalingssystematiek
    8.2 Testlaboratoria voor moleculaire SARS-CoV-2-diagnostiek
9. Literatuur
 

    1. Afnamemateriaal en klinische gevoeligheid

    GGD’en kunnen afnamematerialen bestellen bij het Landelijk Consortium Hulpmiddelen (LCH, zie paragraaf 5 Landelijke coördinatie).

    1.1 Combineren van respiratoire watten

    Er zijn wisselend (dreigende) tekorten aan sommige afnamematerialen en extractie- en PCR-reagentia. Naast centrale regie door het LCH voor inkoop en het Landelijk Coördinatieteam Diagnostische Keten (LCDK) voor verdeling van materialen over de laboratoria (zie paragraaf 5 Landelijke coördinatie), zijn er de volgende mogelijkheden om minder materialen en reagentia te gebruiken, die veelal al bij labs zijn geïmplementeerd:

    1. Gepoold testen van oro- en nasofarynxwat voor SARS-CoV-2 is mogelijk om extractie- en PCR-reagentia te besparen. Dit leidt niet tot verlies aan gevoeligheid. Het is echter niet langer mogelijk om te onderscheiden welke locatie positief is. Voor de bestrijding is dit op dit moment echter minder relevant. Het blijft belangrijk om zowel een orofarynxwat (keelwat) als een nasofarynxwat (neuswat) af te nemen, omdat er patiënten zijn die alleen op één van de twee locaties positief zijn.
      Voor sommige labsystemen zijn twee wattenstokken in één buis lastiger om te verwerken. Eventueel kan één stijve wattenstok met kleine kop gebruikt worden voor een gecombineerde afname, waarbij eerst de keel en dan de neus (niet tot achterin bij de orofarynx) wordt bemonsterd. Gebruik geen keelswab met laag afbreekpunt voor het bemonsteren van de diepe neus, vanwege het risico dat het kopje afbreekt in de neus. Zie ook Labinf@ct 53 dd. 6 juli 2020. Overleg hiervoor met uw lab.
       
    2. Bij een tekort aan virustransportmedium (VTM) en meer specifiek universeel transportmedium (UTM) van Copan kunnen oro- en nasofarynxwatten samen in één buis met VTM gestopt worden. Wanneer er gepoold afgenomen wordt, betekent dit dat er nog maar één buis met VTM nodig is, met ook besparing op extractie- en PCR-reagentia tot gevolg. Ook kan de ESwab™ gebruikt worden als vervanger (zie 1.2). Echter, gezien de variabele beschikbaarheid van ESwabTM wordt geadviseerd deze alleen te gebruiken voor bacteriologie of gecombineerde diagnostiek (bacteriologie met moleculaire diagnostiek) en niet voor SARS-CoV-2-diagnostiek alleen. Het LCH zorgt voor voorraden VTM, die pas verstrekt worden als ze een validatietraject met goed resultaat door het RIVM hebben ondergaan.
       
    3. Van een aantal type wattenstokken, vooral die van Copan (los en als ESwab™), kan een tekort ontstaan. Klassieke wattenstokken (los in scheurverpakking of als droge wat in ‘buis’) kunnen als alternatief gebruikt worden. Deze moeten na afname afgeknipt worden om in de buis met VTM te passen. Oro- en nasofarynxwattenstokken met breekpunt van Copan, zoals het RIVM initieel heeft verstrekt in monsterafname­pakketjes voor GGD’en, zullen vroeger of later niet meer voorradig zijn. Het LCH zorgt ervoor dat er alternatieven zijn en dat deze pas verstrekt worden als ze een validatietraject met goed resultaat door het RIVM hebben ondergaan. Ook kunnen dan de klassieke wattenstokken met plastic/polyester drager gebruikt worden. Wattenstokken met houten of metalen drager kunnen niet gebruikt worden, omdat die remming in de PCR veroorzaken.

    1.2 Gebruik van ESwab™

    Een aantal laboratoria maakt gebruik van de ESwab™. De ESwab™ is geschikt voor afname van patiëntmateriaal in plaats van UTM of VTM, hoewel in het Erasmus MC de Ct-waarden met ESwab™ hoger waren dan met UTM. Enkele monsters met een heel hoge Ct in UTM werden daardoor gemist in ESwab™-medium. Patiëntmateriaal afgenomen met een ESwab™ heeft dus mogelijk een lagere sensitiviteit en dus eerder een negatief resultaat in de RT-PCR bij patiënten met een lage virale load in vergelijking met UTM of VTM. LabMicTa, Hengelo, heeft laten zien dat bij op Eswab™ afgestemde workflow het mogelijk is om een vergelijkbare sensitiviteit als met VTM te halen is. Het ESwab™-medium is niet geschikt voor viruskweken.

    1.3 Klinische gevoeligheid van testen op respiratoir materiaal

    De eerste publicaties suggereren een hogere gevoeligheid van een PCR bij ernstiger zieke patiënten, bij dieper respiratoir materiaal zoals sputum of BAL en vroeger in de infectie (0-7 dagen). Daarbij lijkt geen enkel materiaal 100% sensitief (Wang 2020, Stanoeva 2020, Wölfel 2020). Exacte vergelijkbaarheid met de Nederlandse diagnostiek is lastig, o.a. door verschillen met de testen die wij hier gebruiken. Bij een eerste analyse van Nederlandse data bij 195 patiënten lijkt bij 4% alleen de keel en bij 7% alleen de neus positief, dus voor optimale diagnostiek is afname van beide locaties nodig (persoonlijke mededeling ETZ, Tilburg met bijdragen van LabMicTA, Hengelo, PAMM, Veldhoven en JBZ, Den Bosch).

    De optimale timing voor de PCR is van de eerste ziektedag tot 4-5 dagen na begin klachten. Geïnfecteerden kunnen positief zijn vanaf enkele dagen voor de eerste ziektedag, tot enkele weken daarna (Kurcika 2020).

    1.4 Testen van feces

    Feces is variabeler in positiviteit dan een naso-/orofarynxuitstrijk, waarbij feces vroeg in de infectie minder vaak positief lijkt te zijn, maar wel langer positief lijkt te blijven dan een naso-/orofarynxuitstrijk. Er zijn verschillende observaties van ernstig zieke patiënten opgenomen in het ziekenhuis of op de IC, waarbij op klinische en/of beeldvormende gronden een sterk vermoeden van COVID-19 is, maar waarbij moleculaire diagnostiek op respiratoire materialen (bij herhaling) negatief is. Bij sommige van deze patiënten is SARS-CoV-2-diagnostiek op feces ingezet, die in een aantal van deze patiënten daar wel positief bleek. Daarbij zijn er meldingen van ernstig zieke patiënten waarbij een gastro-enteraal beeld op de voorgrond staat.

    Uit eerste onderzoeken lijkt dat fecesmonsters vooral in een later stadium van de infectie nog positief kunnen zijn. In het ETZ (Tilburg) zijn 54 patiënten verdacht voor COVID-19 maar PCR-negatief in de gecombineerde oro-/nasofarynx-swab, en die geen sputum kunnen opgeven, een tweede keer getest middels PCR op oro-/nasofarynx met daarbij feces. Daarvan waren 37 patiënten oro/nasofarynx- en feces-negatief, 3 oro-/nasofarynx- en feces-positief en 14 oro-/nasofarynx-negatief en feces-positief. Of de 37 negatieve patiënten geïnfecteerd zijn met SARS-CoV-2 blijft onzeker. De fecesdiagnostiek leverde in dit kleine cohort vaker een positieve diagnose op dan een tweede oro-/nasofarynxswab. Helaas werd onvoldoende sputum ingestuurd om de waarde van sputum versus feces met elkaar te vergelijken. In een selectie van 100 opgenomen COVID-19-patiënten gaven slechts 13 patiënten sputum op.

    Het gebruik van fecesmonsters bij sterke klinische verdenking en een negatieve diagnostiek uit respiratoire materialen kan van toegevoegde waarde zijn voor het verdere beleid.

    1.5 Testen van speeksel

    Over de gevoeligheid van speeksel t.o.v. een oro-/farynxuitstrijk zijn in de literatuur wisselende berichten. Op de manier zoals speeksel met een speekselspons afgenomen wordt in Nederland voor diverse studies en voor kinderen onder de 6 jaar gedaan zal worden, is er een goede correlatie tussen speeksel en naso- en orofarynx-monster. Bij laagste loads in naso- en orofarynx bestaat de kans dat speeksel negatief is. Zoals vermeld in (Lab)inf@ct dd 22/09/2020, is het mogelijk om met specifieke afnamesetjes speeksel te testen. De kwaliteit van speekseltesten inclusief sensitiviteit wordt middels een validatiepanel door het RIVM gecontroleerd.

    Voor wie is speekselafname bedoeld?

    Speeksel als alternatief monstertype is speciaal bedoeld voor kinderen jonger dan 6 jaar en in uitzonderlijke gevallen voor anderen patiënten van alle leeftijden in de gehandicaptenzorg en in de (psycho)geriatrie, bij wie het onmogelijk is naso- en orofarynxwattenstokken af te nemen. Speeksel is een alternatief monstertype; naso- en orofarynxwattenstokken zijn dus nog steeds mogelijk voor kinderen jonger dan 6 jaar. Het is aan de afnemer in overleg met de ouder/verzorger om het juiste monstertype te kiezen. Omdat de afnamesetjes relatief duur zijn en vooralsnog beperkt beschikbaar, wordt verzocht om het alleen voor jonge kinderen en voor deze speciale groepen te gebruiken.

    Om tegemoet te komen aan de wens tot eenvoudig en veilig afnemen en verwerken in het laboratorium, is gekozen voor het combineren van een Oracol S10-sponsje op stok (Malmed UK) en een Zeesan-trechter met verzamelbuis (Zeesan, Xiamen, China, custom order) (zie figuur 1). Met de spons is het speeksel eenvoudig en veilig af te nemen en met het buisje en trechter is het eenvoudig en veilig te verwerken in het laboratorium.

    Protocol afname

    • Instructie voor kind/bemonsterde: geen tanden poetsen, niet eten of drinken anders dan water en niet roken minstens een half uur voor het afnemen van het speekselmonster.
    • Neem de buis met daarin de Oracol-spons uit de verpakking en haal de spons op stok uit de buis (de buis en dop weggooien).
    • Steek de Oracol-spons tussen de wang en de tanden (bij baby zonder tanden tegen de wang naast de tong) en houd hem daar ongeveer een minuut met heen en weer bewegen.
    • Pers het speeksel uit de Oracol-spons in de trechter van de verzamelbuis met een draaiende beweging (zie figuur midden onder).
    • Herhaal met de (eventuele tweede) spons tot 2 ml (maatstreepje) speeksel is opgevangen.
    • Gooi de spons als besmet afval weg.
    • Draai de trechter van de buis en gooi die weg als besmet afval.
    • Sluit de buis goed af met de dop om lekkage te voorkomen.
    • Transporteer verpakt conform UN3373 bij omgevingstemperatuur naar het lab. Pakketje met monster absoluut niet blootstellen aan direct zonlicht en niet meer dan enkele uren aan omgevingstemperatuur hoger dan 25°C.
       

    Figuur 1. Verzamelbuisje met trechter en Oracol-spons op stok (midden onder) voor het afnemen van een speekselmonster.
    LET OP: volg NIET de instructies van de eventuele bijsluiter bij de materialen, maar de instructies hierboven.

    Figuur 1. Verzamelbuisje met trechter en Oracol-spons op stok

    Hoe gaat de verwerking in het laboratorium?

    Op het laboratorium moet het speekselmonster zo snel mogelijk in een veiligheidskabinet verdeeld worden in porties (indien gewenst). Met een deel moet de extractie van nucleïnezuur, gevolgd door RT-PCR of detectie met all-in-one-methode, zo snel mogelijk gestart worden volgens de in het laboratorium geverifieerde methode voor speeksel. Een korte opslagperiode bij 4°C is mogelijk; niet invriezen/ontdooien, omdat dit de sensitiviteit van detectie van SARS-CoV-2-RNA kan verlagen. Opslag bij ‑80°C voor archivering kan, maar bij ontdooien kan er mogelijk minder detecteerbaar RNA aanwezig zijn.

    Het speekselmonster is alleen geschikt voor moleculaire detectie van virus in speeksel, niet voor antistofdetectie of kweek.

    Welke laboratoria verwerken speeksel als monstertype?

    De laboratoria die zich aangemeld hebben en met succes hun analysemethode met het RIVM-speeksel-kwaliteitscontrolepanel hebben geverifieerd, kunnen speeksel als monster in ontvangst nemen. Deze laboratoria staan met een S op de lijst aan het einde van dit document (paragraaf 7.2 Testlaboratoria voor moleculaire SARS-CoV-2-diagnostiek). Het is de bedoeling dat afnamelocaties van de GGD zelf afspraken maken met een of meer van deze laboratoria voor het verwerken van speekselmonsters.

    2. Moleculaire testen en PCR-targets 

    Detectie van SARS-CoV-2 kan gedaan worden met (real-time) reverse-transcriptie-PCR (RT-PCR) of andere nucleic acid amplification technique (NAAT) voor detectie van viraal RNA. De PCR-testen voor SARS-CoV-2 in Nederland zijn oorspronkelijk gericht op twee targets: het E-gen en het RdRP-gen (Corman 2020). Met de ervaring die daarmee is opgedaan, hebben de meeste laboratoria ervoor gekozen om alleen nog voor het meest gevoelige E-gen te testen, ook in verband met schaarste van materialen. Inmiddels is de RdRP-gen-PCR SARS-CoV-2 door diverse laboratoria specifiek en vergelijkbaar gevoelig als de E-gen-PCR gemaakt. De amplificatiecurve dient goed te worden beoordeeld bij de hogere Ct-waardes (zeker bij een Ct van >35). Is de curve afwijkend, onbetrouwbaar of moeilijk te interpreteren, dan is zeker bij een epidemiologisch onverwachte positieve uitslag confirmatie nodig. Afhankelijk van de lokale implementatie met dit gen kan dat met de RdRP-PCR of andere eigen PCR op het RNA, of door her-testen van hetzelfde monster door het eigen of samenwerkingslab, of door de patiënt opnieuw te bemonsteren.

    Mede om tekorten op specifieke reagentia beter te kunnen opvangen, gebruiken verschillende labs verschillende testsystemen van diverse aanbieders. Sommige labs hebben meerdere testsystemen tot hun beschikking. De diverse testsystemen kunnen verschillende targets voor amplificatie gebruiken, soms andere genen, soms andere delen van genen. Niet van alle testsystemen is de precieze locatie van primers en probes in de targetgenen door de fabrikant bekend gemaakt. De ervaring met validatie van de diverse testsystemen door het RIVM, in-house of met commerciële PCR of andere NAAT, leert dat de grootste meerderheid van deze testen een gevoeligheid hebben met een ‘limit of detection’ (LOD) die ligt tussen de 82.6 en 8.26 digitale kopieën RdRP-RNA per milliliter VTM (gemeten met hitte geïnactiveerd virus). Targetgenen die gebruikt worden zijn E, N1, N2, niet nader gespecificeerd N, RdRP, niet naar gespecificeerd liggend op ORF1a/b of S. Alhoewel E-gen RT-PCR door Corman et al. is ontworpen om generiek SARS-like betacoronavirussen te detecteren, zijn er ook testsystemen/kits die de locatie van primers en probes op het E-gen hebben verplaatst naar SARS-CoV-2-specifiek gebied. De testsystemen met targetgenen E, N1, N2, N en S kunnen afhankelijk van tijdstip na infectie gevoeliger zijn dan testen gebaseerd op het RdRP of ORF1a/b. Dit heeft ermee te maken dat van de E, N1, N2, N en S genen ‘subgenome messengers’ (subgenomisch mRNA) worden gemaakt en van RdRP en ORF1a/b niet. Met RdRP en ORF1a/b wordt alleen het genomische virale RNA gedetecteerd (Parker 2020). Vier tot vijf dagen na infectie lijken ‘subgenome messengers’ tot niet detecteerbaar niveau afgenomen te zijn (Wolfel 2020). Het vinden van een enkel gentarget positiefmonster bij (heel) lage virale load als voor meerdere targets wordt getest, is daarmee hoogstwaarschijnlijk de resultante van het tijdstip van afname van een monster na infectie, (subtiele) verschillen in gevoeligheid van de PCR-testen op verschillende genen en de statistische kans dat de aanwezigheid van RNA in een monster wordt gedetecteerd rond of beneden de LOD van een PCR-test.

    Een toenemend aantal laboratoria gebruikt een volautomatisch testsysteem dat op ‘transcription-mediated amplification’ (TMA) is gebaseerd, een andere NAAT dan PCR. Het systeem meet ‘relative light units’ (RLU) en geeft kwalitatieve uitslagen (positief of negatief) in plaats van kwantitatieve resultaten zoals de PCR. NAAT die gebruik maken van de ‘loop-mediated isothermal amplification’ (LAMP)-techniek beginnen ook op de markt te komen. Deze alternatieve NAAT gebruiken dezelfde targets als voor RT-PCR zoals hierboven beschreven.

    Men dient bedacht te zijn op fout-positieve signalen door primers en probes die mogelijk gecontamineerd zijn met synthetische runcontrole. Een uitvoerige ingangscontrole van nieuwe batches primers en probes blijft dan ook cruciaal.

    Er zijn naast de reguliere testen ook moleculaire point-of-care-testen (mPOCT) op de markt gekomen, die vooral worden gebruikt voor spoeddiagnostiek vanwege de snel beschikbare resultaten (binnen een uur) en voor locaties die niet over een moleculair diagnostisch laboratorium beschikken, maar wel een ander lab dat dit adekwaat kan uitvoeren.

    Gepoold testen van monsters van verschillende patiënten is een van de manieren om de testcapaciteit op te hogen en dat wordt door een aantal laboratoria toegepast of zal toegepast worden. Alleen bij positieve pools hoeven dan alle monsters afzonderlijk te worden getest. Er zit ook een aantal nadelen hieraan: er zijn open robotsystemen nodig voor de pipetteerstappen, het werkt alleen zinvol bij een relatief lage prevalentie, het poolen verdund de monsters iets waardoor de gevoeligheid mogelijk een klein beetje afneemt, het her-testen van de positieve pools geeft wat vertraging en het vergt een aanpassing van het laboratorium-informatiemanagement-systeem dat op de meeste labs alleen is ingericht voor het testen van individuele monsters. VWS heeft middels aanbesteding leveranciers en laboratoria geworven die pooling op grote schaal mogelijk moeten gaan maken. De kwaliteit van pooling wordt ook middels een validatiepanel door het RIVM gecontroleerd.

    3. Antigeentesten

    Inmiddels zijn er antigeentesten op de markt gekomen en lopen er diverse validatiestudies. De eerste validatiestudies betreffen personen met klachten die getest zijn  in een GGD-teststraat. Daaruit komt naar voren dat bij een hogere virale load (lagere Ct-waarde) de overeenkomst tussen PCR-resultaten en een antigeensneltest het beste is. Daarmee zijn de antigeentesten vooralsnog te gebruiken bij personen met klachten, in de week na de 1e ziektedag of bij bekende blootstelling aan bevestigde COVID-19-patiënten. Een positieve antigeentest is aan de meldingscriteria toegevoegd. Een eerste Nederlandse rapportage is eind oktober 2020 uitgebracht.

    Verbreding van de inzet is afhankelijk van resultaten van lopende en op korte termijn op te zetten implementatie- en validatiestudies. De bruikbaarheid van antigeensneltesten bij mensen zonder klachten dient nog onderzocht te worden.

    Snelle antigeentesten zijn wegwerpcassettes, waarbij in een monster aanwezige viruseiwitten (antigen) worden gevangen door specifieke antilichamen die ofwel colloidal goud- of fluorescent-gelabeld zijn. De doorlooptijd van deze testen is doorgaans 15-30 minuten. De monsters die hiervoor gebruikt worden, zijn luchtweguitstrijken, zoals ook gebruikelijk bij de reguliere RT-PCR-testen. Een positieve uitslag, dat wil zeggen detectie van aanwezigheid van SARS-CoV-2-antigen, wordt aangegeven door een zichtbare lijn (colloidal goudgebaseerd) of door afgifte van fluorescentie. Het aflezen van een colloidal goudgebaseerde test is subjectief. Voor deze testen is het erg belangrijk dat de test op het juiste moment wordt afgelezen. Het aflezen van fluorescentiegebaseerde testen is gevoeliger en objectief, omdat dit met behulp van een apparaat plaatsvindt. Alsnog moet de test op het juiste moment afgelezen worden.

    4. Serologie

    Er zijn diverse antistoftesten in ELISA-format ontwikkeld en geëvalueerd, en beschikbaar voor diagnostiek. Er zijn testen voor IgM en IgG apart en testen die totaal Ig meten. Omdat het enige tijd duurt voordat een antistof is opgebouwd, zijn deze testen pas toepasbaar vanaf 10 tot 14 dagen na start van klachten en optimaal gevoelig vanaf een week of drie na de eerste ziektedag. Ook lijkt de antistofrespons minder goed meetbaar te zijn bij mensen die milde klachten hebben gehad (rapportage taskforce serologie, 15 juli 2020). De toepassing voor acute patiëntenzorg of als ingang voor bron- en contactonderzoek is daarom beperkt, afhankelijk van het moment van afname en de situatie (Wise 2020, Deeks 2020). Ook zijn er meerdere antistofsneltesten of point-of-care-testen ontwikkeld. In een nog voortdurende Nederlandse evaluatie door meerdere laboratoria, blijken deze testen zeer uiteenlopend te presteren, zowel qua gevoeligheid als specificiteit en schieten deze testen tekort in gevoeligheid bij patiënten met milde klachten en bij recente klachten (rapportage taskforce serologie, 15 juli 2020).

    Antistofbepalingen kunnen een indicatie geven van een doorgemaakte infectie, maar geven geen uitsluitsel over beschermende immuniteit. Ook is nog niet bekend in hoeverre de aanwezigheid van antistoffen transmissie voorkomt. Wel is er een relatie tussen de opkomst van neutraliserende antistoffen en de afname van uitscheiding van kweekbaar virus (van Kampen 2020).

    De interpretatie van serologie is afhankelijk van de mate en wijze van validatie in de individuele laboratoria en dient te gebeuren door een expert. Een indicatie voor interpretatie staat in de tabel 1. Patiënten met een positieve (bevestigde) serologische testuitslag zijn niet meldingsplichtig, omdat de melding doorgaans te laat is om nog zinvol actie – i.c.m. bron- en contactonderzoek (BCO) - te kunnen ondernemen. In die gevallen waarin BCO nog wel zinvol is, kan altijd contact met de GGD worden opgenomen.

    Tabel 1. TInterpretatietabel serologie, uit (Lab)inf@ct 29 mei 2020

    lg totaal of lgG

    Titerverloop tussen 1e en 2e serum

    lgA of lgM

    lnterpretatie**

    Status

    Gepaarde sera

    >2 weken*

    Negatief positief

    -

    Recente infectie met  SARS-CoV-2

    Bevestigd (‘confirmed’)

    Gepaarde sera

    >2 weken*

    Positief positief

    Positief in eerste of beide sera

    Recente infectie met SARS-COV-2

    Bevestigd ('confirmed')

    Gepaarde sera

    >2 weken*

    Positief negatief

    Negatief in beide sera

    Doorgemaakte infectie met SARS-CoV-2

    Bevestigd (‘confirmed’)

    Enkelvoudig serum positief

     

    N.v.t.

    -

    Waarschijnlijk doorgemaakte infectie met SARS-CoV-2, 2e serum noodzakelijk

    waarschijnlijk ('probable')

    Enkelvoudig serum positief

    N.v.t.

    Enkelvoudig serum positief

    Recente infectie met SARS-COV-2

    Bevestigd (‘confirmed’)

    Enkelvoudig serum positief

     

    N.v.t.

    Enkelvoudig serum negatief

    Waarschijnlijk doorgemaakte infectie met SARS-CoV-2, 2e serum noodzakelijk

    waarschijnlijk ('probable')

     

    Negatief

     

    N.v.t.

    Enkelvoudig serum positief

    Mogelijk recente infectie met SARS-CoV-2, 2e serum noodzakelijk

    Mogelijk (‘possible’)

    Gepaarde sera

    > 2weken*

    Negatief negatief

    Negatief in beide sera

    Geen (doorgemaakte) infectie met SARS-CoV-2

    Negatief

    * Bij gepaarde sera wordt het 1e serum in de acute fase van de ziekte afgenomen en de 2e na minimaal 14 dagen, waarbij maximale gevoeligheid verwacht wordt 3-4 weken na de 1e ziektedag. Bij afname van 1 enkel serum heeft een serum afgenomen 3-4 weken na de 1e ziektedag de hoogste gevoeligheid.

    **Suggestie voor interpretatie. Interpretatie dient te gebeuren door experts en is afhankelijk van de gebruikte test en de wijze en mate van validatie.
     

    Grafiek 1. Geschatte bruikbaarheid van diagnostische testen in de tijd, gerelateerd aan start van klachten (Sethuraman 2020).

    Grafiek 1. Geschatte bruikbaarheid van diagnostische testen in de tijd, gerelateerd aan start van klachten (Sethuraman 2020).

    5. Testevaluatie: sensitiviteit, specificiteit, positief- en negatief voorspellende waarde

    De prestaties van diagnostische testen zijn op een aantal criteria te beoordelen. De belangrijkste zijn sensitiviteit en specificiteit (Banoo 2010, Watson 2020, Vankrunkelsven 2020).

    Sensitiviteit geeft het vermogen aan van de test om de ziekte aan te tonen, het is de fractie van het totaal aantal mensen met de ziekte dat een positieve testuitslag heeft. Een hoge sensitiviteit betekent dat er maar weinig fout-negatieven zijn (mensen die wel de ziekte hebben, maar met een onterechte negatieve testuitslag), maar sluit niet uit dat er veel fout-positieven kunnen zijn (dat hangt af van de specificiteit – zie onder). Een test met een hoge sensitiviteit is daarom geschikt om ziekte uit te sluiten bij een negatieve testuitslag.

    De sensitiviteit van een test heeft meerdere aspecten. Van belang is het verschil tussen de technische (of analytische) sensitiviteit en de klinische sensitiviteit. De technische sensitiviteit geeft aan hoe goed een test de beoogde moleculen kan aantonen. Dat is gemakkelijk in het laboratorium te evalueren.

    Klinische sensitiviteit hangt niet alleen af van de technische kwaliteiten van de test, maar ook van bijv. het onderzochte materiaal, hoe goed het is afgenomen en van de timing van de afname in het beloop van de ziekte. Bij testen die het virus aantonen, zoals PCR, neemt de sensitiviteit af met de tijd, omdat de uitscheiding van het virus bij de meeste geïnfecteerden na een aantal dagen afneemt. Bij serologische testen is de sensitiviteit juist laag in het begin, omdat het enige tijd duurt voor de antistofproductie op gang komt.

    Specificiteit geeft de fractie aan van de mensen met een negatieve testuitslag die de ziekte niet hebben. Een hoge specificiteit betekent dat er maar weinig fout-positieven zijn (mensen die de ziekte niet hebben, met toch een positieve testuitslag), maar sluit niet uit dat er veel fout-negatieven kunnen zijn. Een test met een hoge specificiteit is geschikt om de ziekte te bevestigen bij een positieve testuitslag. Vooral bij ziekten die weinig voorkomen (lage prevalentie) is het van belang dat de specificiteit zo hoog mogelijk is, om fout-positieve uitslagen zo veel mogelijk te beperken.

    Met behulp van de sensitiviteit en specificiteit is de positief voorspellende waarde (‘positive predictive value’, PPV) en de negatief voorspellende waarde (‘negative predictive value’, NPV) te berekenen: de kans dat een positieve respectievelijk negatieve testuitslag ook juist is. Deze hangt ook af van de prevalentie van de te onderzoeken ziekte in de onderzochte populatie. Dat hangt af van welke mensen getest worden, hoe vaak de ziekte voorkomt en welke selectie er verder plaats vindt voor de test wordt uitgevoerd.

    Bij gebruik van een test bij mensen met een typisch ziektebeeld zal de voorafkans dat ze daadwerkelijk de ziekte hebben (prevalentie) relatief hoog zijn en zal de test een goede positief voorspellende waarde hebben. Om de ziekte uit te sluiten bij een negatief testresultaat is een test met een hoge sensitiviteit nodig.

    Bij gebruik van een test bij mensen met een lage prevalentie, bijv. bevolkingsonderzoek, of mensen zonder (typische) klachten is de voorafkans dat ze daadwerkelijk de ziekte hebben heel laag en is de negatief voorspellende waarde hoog, maar zal de positief voorspellende waarde relatief laag zijn. Bij ziektes waar een positieve uitslag grote gevolgen heeft, moet een positief resultaat dan bevestigd worden met een test met een hoge specificiteit.

    Figuur 2. Een testuitslag kan verschillen van werkelijkheid (bron: RIVM)

    Figuur 2. Testuitslag kan verschillen van werkelijkheid

    Rekenvoorbeelden
    (rekentool: BMJ)
     

    • Bij een prevalentie in de te onderzoeken populatie van 20% (bijv. mensen met typische verschijnselen na blootstelling aan een bekend positief persoon) met een test met een sensitiviteit van 96% en een specificiteit van 98,5% (hoge prevalentie, goede test):
      De PPV = 94,1% en de NVP = 99%.
    • Bij een prevalentie in de te onderzoeken populatie van 20% met een test met een sensitiviteit van 80% en een specificiteit van 90% (hoge prevalentie, matige test):
      De PPV = 66,7% en de NPV = 94,7%.
    • Bij een prevalentie in de te onderzoeken populatie van 20% met een test met een sensitiviteit van 60% en een specificiteit van 70% (hoge prevalentie, geen goede test):
      De PPV = 33,3% en de NPV = 87,57%.
    • Bij een prevalentie in de te onderzoeken populatie van 1% met een test met een sensitiviteit van 96% en een specificiteit van 98.5% (lage prevalentie, goede test):
      De PPV = 40% en de NPV = 100%.
    • Bij een prevalentie in de te onderzoeken populatie van 1% met een test met een sensitiviteit van 80% en een specificiteit van 90% (lage prevalentie, matige test):
      De PPV = 7,5% en de NPV = 99,8%.
    • Bij een prevalentie in de te onderzoeken populatie van 1% met een test met een sensitiviteit van 60% en een specificiteit van 70% (lage prevalentie, geen goede test):
      De PPV = 2% en de NPV = 99,4%.

    6. Landelijke coördinatie

    Om de opschaling van de diagnostiek en de verdeling van afnamematerialen en specifieke reagentia landelijk te kunnen coördineren is een aantal structuren opgericht. Er is eind maart 2020 vanuit VWS de Landelijke Coördinatiestructuur Testcapaciteit (LCT) ingesteld. Die krijgt inhoudelijke input van de Taskforce Moleculaire Diagnostiek en van de inmiddels opgeheven Taskforce Serologie. Het Landelijk Coördinatieteam Diagnostische Keten (LCDK) zorgt voor de praktische uitwerking en realisatie van de uitbreiding van de testcapaciteit voor optimale bron- en contactopsporing. Contact: info@lcdk.nl. Om de stroom van aanvragen en uitslagen tussen mensen met klachten, labs en GGD’en te managen en landelijk overzicht te krijgen is het ICT-systeem CoronIT ontwikkeld. Inmiddels zijn er nieuwe ontwikkelingen om de validatie en implementatie van de nieuwe (antigeen)sneltesten te begeleiden.

    Zie hiervoor ook de Kamerbrief COVID-19 van 27 oktober 2020 (Wie doet wat, coördinatie, regie en monitoring), https://www.rijksoverheid.nl/LCDK, de Kamerbrief COVID-19 van 20 maart 2020 en de NVMM-site (alleen voor NVMM-leden).

    Voor centrale inkoop en distributie van verschillende hulpmiddelen, waaronder diagnostische reagentia en afnamematerialen is het Landelijk Consortium Hulpmiddelen (LCH) opgericht, zie ook https://www.rijksoverheid.nl/ministeries/ministerie-van-volksgezondheid-welzijn-en-sport/tijdelijke-crisisstructuur/landelijk-consortium-hulpmiddelen.

    7. Laboratoriumveiligheid

    Mede op basis van het WHO-advies en Amerikaanse (CDC) richtlijnen adviseren wij het volgende over veiligheid bij het verwerken van monstermaterialen, ook voor diagnostiek naar mogelijke andere verwekkers en klinisch-chemische bepalingen:

    • Alle soorten respiratoire materialen en feces dienen als (potentieel) infectieus te worden beschouwd.
    • Bloed en urine wordt niet als infectieus beschouwd en kan door klinisch-chemische en serologische laboratoria op gebruikelijke wijze worden verwerkt.
    • Potentieel aerosolvormende handelingen bij verwerken van patiëntmaterialen die mogelijk infectieus virus bevatten dienen te gebeuren onder BSL-2-condities in een biologisch veiligheidskabinet klasse 2.
       

    Het gaat onder andere om de volgende handelingen:

    • pipetteren van patiëntmaterialen die mogelijk infectieus virus bevatten;
    • beënten van bacteriologische of mycologische voedingsbodems;
    • voorbereiden van microscopiepreparaten tot en met fixatie;
    • voorbereiden van nucleïnezuurextractie tot inactivering d.m.v. extractiebuffer bereikt is.
       

    Werkzaamheden die onder gebruikelijke condities kunnen worden uitgevoerd, betreffen onder andere:

    • verdere verwerking van geëxtraheerde nucleïnezuren;
    • beoordelen van bacteriologische of mycologische kweken;
    • klinisch chemische en serologische bepalingen op bloed;
    • microscopie van gefixeerde preparaten.

    Kweken van virus dient onder BSL-3-condities te worden uitgevoerd.

    7.1 Transport

    Transport van klinisch materiaal van een COVID-19-verdachte of -bevestigde patiënt moet worden behandeld als een ‘category B infectious substance – UN3373’, zoals beschreven in de NVMM-praktijkrichtlijn Verzending en vervoer van biologische materialen. Dat wil zeggen dat de afnamebuis met absorptiemateriaal in een blister in een dichtgesealde envelop en vervolgens met het aanvraagformulier in een groene plastic RIVM- of vergelijkbare verzendenvelop wordt verpakt. Voor het vervoer moet een koerier worden ingeschakeld, die duidelijke instructies heeft gekregen over de aflevering (contacttelefoonnummer en persoonlijke overdracht aan een medewerker van het laboratorium).

    8. Laboratoria

    8.1 Opschalingssystematiek

    In het begin van de pandemie is de diagnostiek in Nederland uitgerold volgens een reeds bestaand netwerk van opschalingslaboratoria (OL; outbreak assistance laboratories [OAL]). Voor COVID-19 vormen RIVM-IDS samen met het Erasmus MC het centrale expertise centrum (EC). Dit nationaal dekkend netwerk is in 2008 opgezet om uitbraken van nieuwe infectieziekten gecoördineerd met laboratoria aan te kunnen pakken en wordt gecoördineerd door RIVM-IDS (van Asten 2009). Het netwerk is voor het eerst ingeschakeld bij de influenza-pandemie van 2009 (Meijer 2009, Koopmans 2011). Het netwerk is opgezet om in respons-situaties met een initieel beperkte hoeveelheid kennis en materialen en een afwezig of beperkt aanbod van goed gevalideerde testen, toch een snelle en kwalitatief hoogstaande uitrol van de noodzakelijke diagnostische capaciteit en expertise in Nederland te faciliteren. Hierbij vindt de opschaling (uitrol van diagnostiek) plaats in verschillende fasen, waarbij de mate van opschaling afhankelijk is van het verwachte beloop van een uitbraak:

    1. Implementatie, validatie diagnostiek bij RIVM-IDS en een tweede centraal expertise centrum. 
    2. Uitrol naar de 1e ring, de zogenaamde opschalingslaboratoria ('outbreak assistance labs', n=13 per 1 maart 2020).
    3. Uitrol naar de 2e ring van overige routine medisch-microbiologische laboratoria met moleculaire diagnostiek.
    4. Uitrol naar de 3e ring van laboratoria die niet routinematig moleculaire diagnostiek aanbieden (waaronder laboratoria die gebruik maken van mPOCT).
    5. Indien nodig toevoegen van andere laboratoria; dit zijn de COVID-19-pandemie-laboratoria, die op aanwijzing van LCDK/VWS toegevoegd worden als COVID-19-laboratorium.

    De opschalingslaboratoria die onderdeel zijn van de 1e responsring moeten aan bepaalde vooraf gestelde eisen voldoen en hebben als bijkomende functie om in vooral de eerste fase van een uitbraak/dreigende epidemie/pandemie bij te dragen aan de technische ontwikkeling, validatie en evaluatie van nieuw ontwikkelde diagnostische methodieken en de kennis daarover te delen. In latere fasen van een epidemie/pandemie kunnen andere laboratoria vanuit hun eigen verantwoordelijkheid ook hieraan bijdragen.

    Criteria voor 1e ring respons opschalingslaboratorium:

    • 24 uur, 7 dagen per week beschikbaarheid;
    • minimumcapaciteit van 100 monsters per dag, gedurende 2-3 maanden;
    • de mogelijkheid tot het uitpakken van materialen die mogelijk een BSL-3-organisme bevatten;
    • bezitten routine moleculaire diagnostiek-faciliteit;
    • gebruik van interne controle in routine moleculaire diagnostiek;
    • 8 uur doorlooptijd (24 uur tijdens piek);
    • deelname aan (extra) kwaliteitsrondzendingen en confirmaties door expertisecentra en het delen van validatie en confirmatie resultaten met RIVM;
    • bijdragen aan de opbouw van nieuwe expertise en het delen van deze kennis en expertise met de centrale labs en de opschalingslabs, teneinde de snelle uitrol van voldoende diagnostische capaciteit te ondersteunen.

    Volgens bovenstaand stappenplan is het RIVM-IDS samen met Erasmus MC ter voorbereiding van het opduiken van SARS-CoV-2 in Nederland in januari 2020 gestart met de implementatie van moleculaire diagnostiek voor SARS-CoV-2. Met ondersteuning vanuit 13 opschalingslaboratoria is via deze eerste ring (implementatie in februari 2020) de diagnostiek vervolgens geïmplementeerd in een groot aantal laboratoria (maart-juni 2020) in de 2e en 3e ring respons en toegevoegde andere laboratoria. De opschalingsstructuur is bedoeld om in uitzonderlijke situaties snel te kunnen reageren bij het opduiken van nieuwe pathogenen die een bedreiging vormen voor de volksgezondheid. Met een escalerend verspreidingspatroon wordt ernaar gestreefd om een efficiënte implementatie van voldoende en betrouwbare diagnostische capaciteit te faciliteren. Voor het zelfstandig uitvoeren van SARS-CoV-2-diagnostiek wordt voor de 1e ring ondersteunende opschalingslaboratoria als ook voor de andere laboratoria verwacht dat ze voldoen aan een set kwaliteitsvoorwaarden.

    Het gaat hierbij om het voldoen aan de volgende kwaliteitscriteria:

    • proficiency panel testen verstrekt door centrale labs met goed resultaat (validatie analytische specificiteit en juiste detectie SARS-CoV-2) afronden;
    • SARS-CoV-1-RNA (tot 21-2-2020) en/of SARS-CoV-2-RNA (tot 6-4-2020) verdunningsreeksen of sensitiviteits- en specificiteitspanel SARS-CoV-2 (heel virus; vanaf 10-4-2020) of verificatiepanel SARS-CoV-2 (heel virus; vanaf 24-4-2020) met goed resultaat (validatie van analytische sensitiviteit) afronden;
    • voor laboratoria die speeksel als monstertype analyseren additioneel speeksel sensitiviteitspanel met goed resultaat afronden;
    • voor laboratoria die monsters poolen additioneel een pooling panel met goed resultaat afronden;
    • confirmatie van 5 positieve monsters en 10 negatieve monsters van sterk verdachte patiënten met symptomen bij één van de expertiselaboratoria (RIVM-IDS of Erasmus MC) met goed resultaat (beperkte klinische validatie) afronden.

    8.2 Testlaboratoria voor moleculaire SARS-CoV-2-diagnostiek

    Laboratoriumnaam, locatie

    1. ADRZ Admiraal de Ruyterziekenhuis, Goes
    2. Atalmedial B.V. – Medisch Diagnostische Centra, AmsterdamS
    3. Amsterdam Universitair Medisch Centrum (AMC), AmsterdamOL
    4. BVO Eurofins NMDL-LCPL, Rijswijk#
    5. BVO Jeroen Bosch Ziekenhuis, Den Bosch#
    6. BVO Radboud UMC, Nijmegen#
    7. BVO Symbiant, Hoorn#
    8. BVO UMCG, Groningen#
    9. Canisius Wilhelmina ziekenhuis, NijmegenS
    10. CERTE, GroningenOL, S
    11. Comicro B.V. – Expertcentrum voor Microbiologie, HoornS
    12. Deventer Ziekenhuis, Deventer
    13. Diagnostiek voor U, Eindhoven
    14. Diakonessenhuis Utrecht
    15. Elisabeth Tweesteden Ziekenhuis (ETZ), TilburgOL, S
    16. Erasmus Medisch Centrum (EMC), RotterdamEC, S
    17. Eurofins Genomics Germany GmbH, Ebersberg, Duitsland
    18. Eurofins NMDL-LCPL, Rijswijk
    19. Franciscus Gasthuis & Vlietland, Rotterdam
    20. Gelre Ziekenhuis, ApeldoornS
    21. Groene Hart Ziekenhuis, Gouda
    22. Haga Ziekenhuis, Den HaagS
    23. HMC+ – Haaglanden Medisch Centrum, locatie Westeinde, Den HaagS
    24. IJsselland Ziekenhuis, Capelle a/d IJssel
    25. Ikazia, Rotterdam
    26. InBiome, Amsterdam
    27. Isala, ZwolleS
    28. Izore – Centrum voor Infectieziekten Friesland, LeeuwardenS
    29. Jeroen Bosch Ziekenhuis (JBZ), ’s-HertogenboschOL
    30. Laurentius Ziekenhuis, RoermondS
    31. Labor Stein (Mönchengladbach, Duitsland)
    32. Laboratium Microbiologie Twente Achterhoek (LabMicTa), HengeloOLS
    33. Laboratorium voor Pathologie en Medische Microbiologie (PAMM), VeldhovenOLS
    34. Leids Universitair Medisch Centrum (LUMC), LeidenOL
    35. Maasstad Ziekenhuis, RotterdamS
    36. Maastricht Universitair Medisch Centrum (MUMC), MaastrichtOLS
    37. Meander Medisch Centrum, AmersfoortS
    38. Microbe&Lab BV, Amsterdam
    39. Microvida, Locatie Bravis, RoosendaalOL, S
    40. Noordwest Ziekenhuisgroep, locatie Alkmaar
    41. OLVG – Onze Lieve Vrouwe Gasthuis, Amsterdam
    42. Pro Health Medical, Nederweert
    43. Radboud Universitair Medisch Centrum, NijmegenOLS
    44. Reinier Haga MDC, Delft
    45. Rijksinstituut voor Volksgezondheid en Milieu (RIVM), BilthovenEC
    46. Rijnstate, VelpS
    47. RLM, Dordrecht/GorinchemS
    48. Royal GD – Gezondheidsdienst voor Dieren, Deventer
    49. Saltro, Utrecht
    50. Sanquin NSS, Amsterdam
    51. St. Antonius Ziekenhuis, Nieuwegein
    52. Star-SHL Diagnostische Centra, RotterdamS
    53. Streeklab GGD AmsterdamS
    54. Streeklaboratorium voor de Volksgezondheid Kennemerland, HaarlemOL, S
    55. Synlab Laboratoire Collard, Luik
    56. Technisch Laboratorium Rotterdam
    57. Tergooi Ziekenhuis, HilversumS
    58. U-Diagnostics – Labor Dr. Wisplinghoff, Baarn/Keulen
    59. Universitair Medisch Centrum Groningen (UMCG), GroningenOLS
    60. Universitair Medisch Centrum Utrecht (UMCU), UtrechtOLS
    61. VieCuri Medisch Centrum, Venlo
    62. Wageningen Bioveterinary Research, locatie Lelystad
    63. Zuyderland Medisch Centrum, Heerlen/Sittard
       
    64. Alrijne Zorggroep, locatie Leiden*
    65. Catharina Ziekenhuis, Eindhoven*
    66. Slingeland Ziekenhuis, Doetinchem*
    67. St. Jansdal Ziekenhuis, Harderwijk*
    68. Ziekenhuis Gelderse Vallei, Ede*
    69. Ziekenhuis Rivierenland, Tiel*

    De accreditatie van de laboratoria en de scope zijn te vinden op de website van de RvA. Voor de buitenlandse laboratoria, zie hun eigen website.

    EC Expertisecentra
    OL Opschalingslaboratoria
    S Deze laboratoria kunnen speeksel verwerken voor SARS-CoV-2-detectie
    Moleculair Point-Of-Care-Test laboratoria
    # Op dit moment niet actief als testlab

    Contactgegevens expertisecentra

    • RIVM-LCI: 030-2747000 (ook buiten kantooruren bereikbaar)
    • RIVM-IDS dd. viroloog: 030-2748558 (ook buiten kantooruren bereikbaar)
      Bezoekadres: Antonie van Leeuwenhoeklaan 9, 3721 MA Bilthoven
    • Erasmus MC, dd. viroloog unit Klinische Virologie afdeling Viroscience:
      010-7033431 (buiten kantooruren: 010-7040704).
      Bezoekadres: Unit Klinische Virologie, Kamer Nb-1052, Wytemaweg 80, 3015 CN Rotterdam.
      Binnen kantoortijden van 8.30 tot 16.30: afgeven bij NB gebouw 10e etage (NB 10-52 laboratorium klinische virologie).
      Buiten kantoortijden (weekenden en avond 16.30 tot 8.30): afgeven bij NB gebouw 4e etage (NB 4-15 laboratorium klinische virologie).

    8. Literatuur

    • van Asten L, et al. Strengthening the diagnostic capacity to detect bio safety level 3 organisms in unusual respiratory viral outbreaks. J Clin Virol 2009; 45: 185-90.
    • Banoo et al. Evaluation of diagnostic tests for infectious diseases: general principles. Nat Rev Microbiol 2010;8:S16–S28.
    • Corman VM, et al. Detection of 2019 novel coronavirus (2019-nCoV) by real-time RT-PCR. Euro Surveill 2020; 25(3): pii=2000045.
    • Deeks JJ, et al. Antibody tests for identification of current and past infection with SARS-CoV-2. Cochrane Database Syst Rev 2020. 2020;6:CD013652.
    • ECDC (European Centre for Disease Prevention and Control) 2020. Rapid risk assessment: Coronavirus disease 2019 (COVID-19) pandemic: increased transmission in the EU/EEA and the UK – eighth update (https://www.ecdc.europa.eu/en/publications-data/rapid-risk-assessment-coronavirus-disease-2019-covid-19-pandemic-eighth-update)
    • Federatie Medische Specialisten. Handreiking diagnostiek (PCR en CT) bij patiënten met opname-indicatie en verdenking COVID-19 infectie. 19-06-2020. https://www.demedischspecialist.nl/sites/default/files/handreiking_%20diagnostiek_bij%20verdenking_COVID%20-19.pdf
    • Geurts - van Kessel CH, et al. An evaluation of COVID-19 serological assays informs future diagnostics and exposure assessment. Nat Commun. 2020; 11: 3436.
    • van Kampen JJA, et al. Shedding of infectious virus in hospitalized patients with coronavirus disease-2019 (COVID-19): duration and key determinants. MedRxiv; not yet peer reviewed. 9 june 2020. doi: https://doi.org/10.1101/2020.06.08.20125310.
    • Koopmans M, et al. Evaluatie van opschaling van laboratoriumdiagnostiek tijdens de influenzapandemie. Ned Tijdschr Med Microbiol 2011; 19: nr1.
    • Kucirka LM, et al. Variation in False-Negative Rate of Reverse Transcriptase Polymerase Chain Reaction-Based SARS-CoV-2 Tests by Time Since Exposure [published online ahead of print, 2020 May 13]. Ann Intern Med. 2020;M20-1495.
    • Meijer A, et al. Preparing the outbreak assistance laboratory network in the Netherlands for the detection of the influenza virus A(H1N1) variant. J Clin Virol 2009;45:179-184.
    • Mizumoto K, et al. Estimating the asymptomatic proportion of coronavirus disease 2019 (COVID-19) cases on board the Diamond Princess cruise ship, Yokohama, Japan, 2020. Euro Surveill. 2020;25(10):2000180.
    • Okba NMA et al. Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2−Specific Antibody Responses in Coronavirus Disease Patients. Emerg Infect Dis. 2020;26(7):1478-1488.
    • Parker MD, et al. periscope: sub-genomic RNA identification in SARS-CoV-2 ARTIC Network Nanopore Sequencing Data.
    • Sethuraman N, et al. Interpreting Diagnostic Tests for SARS-CoV-2. JAMA. 2020;323(22):2249–2251. MedRxiv; not yet peer reviewed. 1 juli 2020. doi: https://doi.org/10.1001/jama.2020.8259.
    • Stanoeva K et al. Towards a sensitive and accurate interpretation of molecular testing for SARS-CoV-2: a rapid review of 264 studies. Euro Surv. 2020; accepted for publication.
    • Vankrunkelsven P, et al. Wat is de reallife gevoeligheid van PCR-tests voor de opsporing van SARS-CoV-2? Tijdschr. voor Geneeskunde, 76, 2020. doi: 10.2143/TVG.76.00.2000000.
    • Wang W, et al. Detection of SARS-CoV-2 in different types of clinical specimens. JAMA 2020;323(18):1843‐1844.
    • Watson J, et al. Testing for SARS-CoV-2 antibodies. BMJ 2020;370:m3325.
    • Wise J. Covid-19:Timing is critical for antibody tests, finds Cochrane review. BMJ 2020;369:m2584.
    •  WHO (World Health Organization) 2020. Laboratory testing for coronavirus disease 2019 (COVID-19) in suspected human cases: Interim guidance - 2 March 2020. www.who.int/publications-detail/laboratory-testing-for-2019-novel-coronavirus-in-suspected-human-cases-20200117
    • WHO (World Health Organization) 2020. Laboratory biosafety guidance related to coronavirus disease (COVID-19): interin guidance – 13 May 2020. www.who.int/publications/i/item/laboratory-biosafety-guidance-related-to-coronavirus-disease-(covid-19)
    • Wölfel R, et al. Clinical presentation and virological assessment of hospitalized cases of coronavirus disease 2019 in a travel-associated transmission cluster. Nature. 2020;581(7809):465‐469.

    Versiebeheer

    • 12-11-2020: Toevoegingen/aanpassingen n.a.v. commentaarronde bij NVMM en enkele verdere ontwikkelingen over: combineren van wattenstokken, antigeentesten, interpretatie van serologische uitslagen en landelijke coördinatie. Bijlage is vastgesteld door de (NVMM-)subcommissie diagnostiek op 10 november 2020.
    • 10-11-2020: Ziekenhuis Rivierenland te Tiel is toegevoegd aan de lijst met testlaboratoria voor moleculaire SARS-CoV-2-diagnostiek.
    • 02-11-2020: De lijst met testlaboratoria voor moleculaire SARS-CoV-2-diagnostiek is geüpdated.
    • 30-10-2020: Aanpassing in tabel onder 7.2: Streeklaboratorium voor de Volksgezondheid Kennemerland kan inmiddels ook speeksel testen.
    • 25-09-2020: Geheel geüpdate versie: diverse wijzigingen, updates en toevoegingen van (sub)paragrafen, onder meer over testen van speeksel, serologie, landelijke coördinatie en testevaluatie. De paragraaf ‘Praktische zaken diagnostiek aanvragen’ is vervallen.
    • 17-07-2020: Aanpassingen aan de uitleg over opschalingslaboratoria en de lijst met labs.
    • 04-06-2020: Zeven laboratoria toegevoegd aan tabel 2.
    • 12-05-2020: de kolommen 'soort laboratorium' (wel/niet MML) zijn verwijderd uit de tabellen.
    • 08-05-2020: Woord 'moleculaire' toegevoegd in titels tabellen 1 en 2. In tabel 2 'BVO Sanquin NSS, Amsterdam' (oorspronkelijk nr 6) weggehaald, omdat dit dezelfde is als Sanquin NSS, Amsterdam (oorspronkelijk nr 35); Hernummerd. 
    • 30-04-2020: Toelichting van de term MML is toegevoegd onder tabellen 1 en 2.
    • 17-04-2020: Diverse wijzigingen en updates, onder meer over klinische gevoeligheid testen op respiratoir materiaal, testen feces, mogelijkheid om over te gaan naar één PCR-target, taskforce diagnostiek en landelijke coordinatiestructuur testcapaciteit.
    • 10-04-2020: '8. Lijst andere laboratoria met SARS-CoV-2-diagnostiek' aangevuld met 10 laboratoria.